Die Immunwahrnehmung von Nahrungsmittelallergenen fördert das Vermeidungsverhalten

Dec 03, 2023

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Zusätzlich zu seiner kanonischen Schutzfunktion vor Krankheitserregern kann das Immunsystem auch das Verhalten verändern1,2. Das Ausmaß und die Mechanismen von Verhaltensänderungen durch das Immunsystem sind noch nicht vollständig verstanden. Hier zeigen wir anhand von Mausmodellen für Nahrungsmittelallergien, dass eine allergische Sensibilisierung das Antigen-spezifische Vermeidungsverhalten antreibt. Die Einnahme von Allergenen aktiviert Gehirnbereiche, die an der Reaktion auf aversive Reize beteiligt sind, einschließlich des Kerns des Tractus solitarius, des parabrachialen Kerns und der zentralen Amygdala. Die Vermeidung von Allergenen erfordert Immunglobulin E (IgE)-Antikörper und Mastzellen, geht jedoch der Entwicklung einer allergischen Darmentzündung voraus. Die Fähigkeit von allergenspezifischem IgE und Mastzellen, die Vermeidung zu fördern, erfordert Cysteinylleukotriene sowie den Wachstums- und Differenzierungsfaktor 15. Schließlich zeigte ein Vergleich der Mausstämme C57BL/6 und BALB/c einen starken Einfluss des genetischen Hintergrunds auf das Vermeidungsverhalten. Diese Ergebnisse deuten daher auf antigenspezifische Verhaltensänderungen hin, die sich wahrscheinlich entwickelt haben, um die Nischenselektion zu fördern und ungünstige Umgebungen zu vermeiden.

Allergien sind eine Klasse entzündlicher Erkrankungen, deren Prävalenz in den letzten Jahrzehnten zugenommen hat3. Allergische Erkrankungen wie Neurodermitis, Nahrungsmittelallergien, Asthma und Arzneimittelüberempfindlichkeiten scheinen in direktem Zusammenhang mit der Industrialisierung und dem städtischen Lebensstil zu stehen4. Die physiologischen Rollen dieser allergischen Reaktionen bleiben jedoch rätselhaft. Die Typ-2-Immunität, zu der T-Helfer-2-T-Zellen, IgE-Antikörper und angeborene Immunzellen (z. B. Mastzellen, Eosinophile und angeborene Lymphzellen vom Typ 2) gehören, vermittelt allergische Reaktionen. Wenn allergische Reaktionen chronisch oder übermäßig ausgeprägt sind, können sie schädlich und möglicherweise tödlich sein5. Allergische Reaktionen scheinen eine wichtige Rolle bei der Abwehr des Wirts gegen schädliche Substanzen zu spielen, darunter Gifte, hämatophage Flüssigkeiten, Xenobiotika und Reizstoffe6,7,8,9,10. Tatsächlich ist ein gemeinsames Merkmal allergischer Reaktionen die Verstärkung neuronaler Abwehrreflexe wie Niesen, Juckreiz und Erbrechen, die schädliche Substanzen aus dem Körper ausstoßen11. Zusätzlich zu diesen Reflexen wurde gezeigt, dass bei allergischen Reaktionen Vermeidungsverhalten induziert wird12,13,14, was darauf hindeutet, dass die Typ-2-Immunität die Exposition gegenüber schädlichen Reizen begrenzen und als effiziente Abwehrstrategie zur Verhinderung weiterer Schäden dienen könnte. Die Mechanismen, durch die Typ-2-Reaktionen Verhaltensergebnisse fördern, müssen jedoch noch geklärt werden.

Um die Auswirkung einer allergischen Sensibilisierung auf das Vermeidungsverhalten zu untersuchen, sensibilisierten wir Mäuse an den Tagen 0 und 7 mit subkutanen Injektionen von Ovalbumin (OVA) und dem Adjuvans Aluminiumhydroxid (Alaun) (Abb. 1a). Kontrollmäuse erhielten Alaun ohne OVA. Anschließend wurden die Mäuse in Heimkäfigen akklimatisiert, die mit zwei Leckmessern (d. h. Ausläufen, die das Lecken automatisch erkennen) ausgestattet waren, die an Wasserflaschen angeschlossen waren. Während der Akklimatisierungsphase zeigten Mäuse keine Seitenpräferenz (Extended Data Abb. 1a,b). Nach der Akklimatisierung stellten wir den Inhalt einer der Flaschen nach dem Zufallsprinzip auf eine OVA-Lösung um und beobachteten, dass Kontrollmäuse die OVA-Lösung im Vergleich zu Wasser stärker bevorzugten (Abb. 1b und erweiterte Daten Abb. 1c), was darauf hindeutet, dass OVA appetitanregend ist für Mäuse. Im Gegensatz dazu verringerten sensibilisierte Mäuse dosisabhängig die Präferenz für die OVA-Lösung (Abb. 1b, c und erweiterte Daten Abb. 1d, e). Die Analyse der Gesamtzahl der Leckstellen zeigt, dass die Kontrollen ihren Verbrauch etwa verdoppeln, wenn OVA im Vergleich zum Ausgangswasser angeboten wird, während sensibilisierte Mäuse die gleiche Gesamtzahl der Leckstellen beibehalten (Erweiterte Daten, Abb. 1f), was auf einen regulierten Mechanismus zur Verdünnung der Allergenkonzentration schließen lässt durch erhöhte Wasseraufnahme. Die verminderte OVA-Präferenz, hier als Vermeidungsverhalten bezeichnet, bei sensibilisierten Mäusen trat innerhalb von 10 Minuten nach Bereitstellung der Testflaschen auf (Extended Data Abb. 1g) und blieb am zweiten Tag des Tests trotz der vertauschten Flaschenseiten bestehen (Abb. 1d). . Bemerkenswerterweise hielt die Vermeidung der OVA-Lösung mindestens 48 Wochen nach der allergischen Sensibilisierung an (Abb. 1e) und war spezifisch für OVA, da Kontroll- und sensibilisierte Mäuse eine vergleichbare Präferenz gegenüber einer Lösung mit Rinderserumalbumin zeigten (Abb. 1f). Als nächstes fanden wir heraus, dass das transiente Rezeptorpotential-Kationenkanal-Subfamilie-M-Mitglied 5 (TRPM5), das für die Geschmackstransduktion in chemosensorischen Zellen erforderlich ist, für die Entwicklung von Vermeidungsverhalten entbehrlich war (Extended Data, Abb. 1h). Schließlich förderte auch die allergische Sensibilisierung gegen OVA mit oralem Choleratoxin, einem Adjuvans, das in Allergiemodellen starke humorale, aber nicht zelluläre Immunreaktionen hervorruft16, die Vermeidung von OVA (Extended Data Abb. 1i,j). Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass eine parenterale Immunisierung gegen ein Protein zu einer spezifischen Vermeidung von Nahrungsmitteln führen kann, was mit früheren Beobachtungen übereinstimmt12,17, mit der Ausnahme, dass wir der OVA-Lösung keine Saccharose hinzugefügt haben, um Verhaltens- und Stoffwechseleffekte zu minimieren.

a, Schematisches Protokoll für allergische Sensibilisierung und Verhaltenstest. b, Kumulatives Lecken von Mäusen, die mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) + Alaun (links) oder OVA + Alaun (rechts) sensibilisiert wurden. Präferenztest bestehend aus einer Wasserflasche und einer 1 % OVA-Flasche am Tag 1 (n = 9–10 Mäuse pro Gruppe). c, Präferenz für OVA-Lösung (n = 31 Kontroll- und 34 allergische Mäuse pro Gruppe) am ersten Tag des Tests. d, Präferenz für OVA mit umgedrehten Seitenflaschen am Tag 2 des Tests (n = 10 Kontrollpersonen und 16 Allergiker pro Gruppe). e, Präferenz für OVA 24 oder 48 Wochen nach der Sensibilisierung mit Alaun oder OVA + Alaun (n = 3–6 Mäuse pro Gruppe). f, Präferenz für Rinderserumalbumin (BSA; n = 5 Kontroll- und 6 allergische Mäuse pro Gruppe). g, Schematisches Protokoll der allergischen Sensibilisierung und oralen Provokation. Den Mäusen wurde intragastrisches (ig) OVA nach OVA + Alaun-Sensibilisierung und drei Scheinsonden mit Wasser verabreicht. Die Kontrollen wurden nur mit Alaun sensibilisiert. h, Immunfluoreszenzbilder von NTS (oben), elPBN (Mitte) und CeA (unten) von Kontrollmäusen (n = 5) oder OVA + Alaun-sensibilisierten (n = 4) Mäusen unter Verwendung von Anti-FOS-Antikörpern, 90 Minuten nach der OVA-Provokation . Maßstabsbalken, 100 µm. i, Anzahl der FOS+-Neuronen im NTS (links), elPBN (Mitte) und CeA (rechts) von Kontroll- oder OVA+-Alaun-sensibilisierten Mäusen. Die Diagramme zeigen den Mittelwert ± Standardabweichung *P ≤ 0,05, **P ≤ 0,01, ****P ≤ 0,0001. Zweiseitiger Mann-Whitney-Test. Jedes Panel ist repräsentativ für mindestens zwei unabhängige Experimente. a,g, Erstellt mit BioRender.com.

Quelldaten

Es wurde zuvor gezeigt, dass eine aversive Reaktion auf unangenehme Reize eine Gehirnaktivierung im Kern des Tractus solitarius (NTS), des äußeren lateralen parabrachialen Kerns (elPBN) und der zentralen Amygdala (CeA) induziert18,19. Um zu bestimmen, inwieweit die Aufnahme von Allergenen diese Gehirnbereiche aktivieren kann, haben wir Kontroll- und sensibilisierten Mäusen eine orale Herausforderung mit OVA ausgesetzt und 90 Minuten später ihre Gehirne gesammelt, um sie mit FOS als Marker auf neuronale Aktivierung zu testen (Abb. 1g). Wir fanden heraus, dass eine Allergenbelastung ausreichte, um bei sensibilisierten Mäusen im Vergleich zu Kontrollen die Aktivierung von NTS, elPBN und CeA zu induzieren (Abb. 1h, i). Es gab keinen Unterschied in der FOS-Färbung der Area postrema, des lateralen Hypothalamus oder des paraventrikulären Kerns des Hypothalamus (Extended Data Abb. 1k – m). Zusammengenommen zeigen diese Ergebnisse, dass die Sensibilisierung mit OVA zu einer prototypischen neuronalen Aktivierung im Zentralnervensystem führt. Diese Gehirnregionen korrelieren mit einem Vermeidungsverhalten gegenüber dem sensibilisierten Protein und werden wahrscheinlich als Abwehrreaktion zur Begrenzung der Allergenaufnahme ausgelöst.

Ein Vermeidungsverhalten gegenüber dem sensibilisierten Allergen könnte durch durch die Hautimmunisierung geförderte Immunveränderungen im Darm entstehen. Obwohl berichtet wurde, dass Hautverletzungen die Expansion enterischer Mastzellen fördern20, fanden wir keine Hinweise auf die Ansammlung von Immunzellen im Dünndarm nach der Behandlung mit OVA plus Alaun (Extended Data Abb. 2a–c). Anschließend untersuchten wir, wie sich unterschiedliche genetische Hintergründe auf die Entwicklung von Vermeidungsverhalten auswirken können21,22. BALB/c- und C57BL/6-Mäuse wurden mit OVA plus Alaun sensibilisiert und wir bestimmten die Kinetik der OVA-Präferenz. Im Gegensatz zu sensibilisierten BALB/c-Mäusen zeigten C57BL/6-Mäuse kein starkes Vermeidungsverhalten gegenüber OVA (Extended Data Abb. 3a,b), wie zuvor vermutet17. In einem Lebensmittelallergiemodell erhöhen C57BL/6-Mäuse die systemischen IgE-Antikörper im Vergleich zu allergischen BALB/c-Mäusen leicht, wohingegen ihr allergenspezifisches IgG1 in ähnlicher Weise induziert wird (Extended Data Abb. 3c,d). Wie bereits berichtet22 und im Gegensatz zu BALB/c verlängern allergische C57BL/6-Mäuse nach der Allergenexposition nicht die gastrointestinale Transitzeit (Erweiterte Daten, Abb. 3e) und zeigen keine Anzeichen von Durchfall (Daten nicht gezeigt). Schließlich zeigen allergisch sensibilisierte C57BL/6 keinen Anstieg des systemischen Corticosteronspiegels oder der Mastzellprotease 1 und nur eine geringe Anreicherung von Mastzellen im Dünndarm (Extended Data Abb. 3f–i). Der Vergleich zwischen BALB/c und C57BL/6 korreliert IgE und Mastzellen mit der Entwicklung von Vermeidungsverhalten.

Erhöhtes antigenspezifisches IgE ist ein Kennzeichen einer allergischen Sensibilisierung und wird häufig zur klinischen Diagnose von Überempfindlichkeiten verwendet23. Da die gesamten und OVA-spezifischen IgE-Antikörper 2 Wochen nach der ersten Allergensensibilisierung im Blutkreislauf erhöht sind (Abb. 2a), fördern C57BL/6-Mäuse, die keine starken IgE-Reaktionen auslösen (Extended Data Abb. 3c), ebenfalls keine Antikörper Aufgrund der robusten Vermeidung kamen wir zu dem Schluss, dass IgE das Verhalten nach der Wahrnehmung von Allergenen beeinflussen könnte. Mithilfe eines genetischen Ansatzes stellten wir fest, dass die Sensibilisierung gegenüber OVA bei IgE-defizienten Mäusen im Vergleich zu sensibilisierten Wurfgeschwister-Wildtyp-Mäusen die Vermeidung der OVA-Lösung nicht förderte (Abb. 2b). Stattdessen zeigten sensibilisierte IgE-KO-Mäuse (IgE-KO) eine erhöhte Präferenz für OVA im Vergleich zu ihren nicht sensibilisierten IgE-KO-Kontrollmäusen (Abb. 2c). Konsistent zeigten sensibilisierte Mäuse, denen der hochaffine Rezeptor für IgE, FCER1, fehlte, im Vergleich zu Wildtyp-Mäusen eine erhöhte Präferenz für OVA (Extended Data, Abb. 4a). Die Serum-IgE-Spiegel bei sensibilisierten FCER1-KO-Mäusen waren mit denen von Wildtyp-Mäusen vergleichbar (Erweiterte Daten, Abb. 4b). Durch die Verwendung chimärer Mäuse stellten wir fest, dass die Vermeidung von OVA davon abhängt, dass hämatopoetische Zellen FCER1 exprimieren (Abb. 2d, e), was die Möglichkeit einer direkten Allergenerkennung durch sensorische Neuronen ausschließt. Das Fehlen einer OVA-Vermeidung bei allergisch sensibilisierten Mäusen, die mit hämatopoetischen FCER1-KO-Zellen rekonstituiert wurden, spiegelt nachgeschaltete Effekte der IgE-Signalübertragung wider, da spezifische IgE-Spiegel im Vergleich zu denen von WT-rekonstituierten chimären Mäusen gleichermaßen induziert wurden (Abb. 2f).

a: Gesamt- (links) und OVA-spezifische (rechts) Serum-IgE-Spiegel am Tag 14 nach allergischer Sensibilisierung bei BALB/c-Mäusen (n = 6 Kontroll- und 11 allergische Mäuse pro Gruppe). b, Kumulatives Lecken an Wasser und OVA-Lösungen während des Zwei-Flaschen-Präferenztests bei OVA + Alaun-sensibilisierten IgE-KO-Mäusen (rechts) und Wildtyp-Wurfgeschwister-Kontrollmäusen (links) (n = 6 WT- und 6 IgE-KO-Mäuse). KO-Mäuse pro Gruppe). c, Trinkpräferenz gegenüber OVA-Flaschen bei Kontrollpersonen und allergisch sensibilisierten WT- oder IgE-KO-Mäusen (n = 9–11 Mäuse pro Gruppe). d, Kumulative Lecks an Wasser- und OVA-Flaschen in OVA + Alaun-sensibilisierten WT- (links) oder FCER1-Chimären (rechts). Hämatopoetische WT- oder FCER1-KO-Knochenmarkszellen wurden in bestrahlte WT-Empfänger transplantiert (n = 5 WT zu FCER1 und 6 FCER1 zu WT). e, Trinkpräferenz gegenüber OVA-Flaschen bei allergisch sensibilisierten WT- oder FCER1-Chimären (n = 9 WT zu FCER1 und 7 FCER1 zu WT). f, OVA-spezifisches IgE (n = 11 WT zu FCER1 und 9 FCER1 zu WT). g, Schematisches Protokoll der FCER1+-Zelldepletion mit Diphtherietoxin (DT) in RMB BALB/c-Mäusen. h, Kumulatives Lecken an Wasser- und OVA-Flaschen bei allergisch sensibilisierten und mit Diphtherietoxin injizierten RMB-WT- (links) und RMB-Mutanten (rechts) (n = 9 RMB-WT- und 14 RMB-Heterozygoten oder -Mutanten). MC ∅, Mastzelle erschöpft. i,j, Präferenz für OVA-Lösung (n = 8 RMB WT und 12 RMB Heterozygoten oder Mutanten) (i) und OVA-spezifisches IgE (n = 6 pro Gruppe) (j) in RMB WT und Mutanten, denen Diphtherietoxin injiziert wurde. Diagramme zeigen Mittelwert ± SEM *P ≤ 0,05, **P ≤ 0,01, ***P ≤ 0,001; NS, nicht signifikant. Zweiseitiger Mann-Whitney-Test. Jedes Panel ist repräsentativ für mindestens zwei unabhängige Experimente. g, Erstellt mit BioRender.com.

Quelldaten

Da Interleukin-4 (IL-4) für die IgE-Produktion (Extended Data Abb. 4c) und die Entwicklung von Typ-2-Immunantworten24 erforderlich ist, testeten wir als nächstes die Rolle der IL-4-Signalübertragung bei der Induktion von Vermeidungsverhalten gegenüber OVA. Wir fanden heraus, dass OVA plus Alaun-sensibilisierte IL-4RA-KO-Mäuse ihren OVA-Verbrauch nicht verringerten (Extended Data Abb. 4d), was auf eine Rolle von IL-4 oder IL-13 schließen lässt, da dieses Zytokin ebenfalls daran bindet Untereinheit des IL-4-Rezeptors, bei der Entwicklung der Nahrungsmittelvermeidung. Die Analyse der FOS-Färbung im Zentralnervensystem zeigte, dass die durch die Allergenaufnahme induzierte Aktivierung von NTS, elPBN und CeA auch von IgE abhängt (Extended Data, Abb. 4e). Bemerkenswert ist, dass die IgE-abhängige Vermeidung nicht auf die allergische Sensibilisierung beschränkt ist, da Mäuse, die mit OVA und Lipopolysaccharid – einem etablierten nicht-allergischen Entzündungsreiz – sensibilisiert wurden, auch eine verringerte Präferenz für OVA zeigen, das IgE erforderte (Extended Data Abb. 4f–h). OVA plus Lipopolysaccharid-sensibilisierte Wildtyp-Mäuse wiesen niedrige, aber erhöhte IgE-Spiegel auf (Extended Data Abb. 4i), was zuvor in einem Modell für allergische Atemwegsentzündungen berichtet wurde25. Dieser geringe Anstieg der IgE-Spiegel scheint auszureichen, um ein Vermeidungsverhalten gegenüber einem konditionierten Antigen zu vermitteln. Schließlich zeigten OVA-plus-Alaun-sensibilisierte Mäuse mit IgE-Mangel eine intakte Vermeidung einer bitteren Verbindung, Denatoniumbenzoat (Extended Data Abb. 4j), was zeigt, dass die mangelnde OVA-Vermeidung bei sensibilisierten Wildtyp-Mäusen kein allgemeines Phänomen gegenüber Nahrungsmitteln ist.

Unsere Ergebnisse legen nahe, dass IgE für die Entwicklung von Vermeidungsverhalten erforderlich ist. Es ist jedoch bekannt, dass diese Antikörper schädlich sind und allergische Symptome nach Kontakt mit Nahrungsmittelallergenen hervorrufen26. Wir vermuten, dass IgE in frühen Stadien allergische Abwehrkräfte wie Vermeidungsverhalten fördert, nach chronischer Allergenexposition führt IgE jedoch zu Krankheiten. Um die Rolle von IgE bei allergischen Darmentzündungen besser zu definieren, haben wir zunächst ein experimentelles Modell für Nahrungsmittelallergien erstellt. Sensibilisierte Mäuse, die fünf orale Herausforderungen mit OVA erhielten, induzierten eine schnellere Darmmotilität, erhöhtes Serum-IgE und IgG1, eine Ansammlung enterischer Mastzellen und eine ZNS-Aktivierung (Erweiterte Daten, Abb. 5). Anschließend wurde die systemische Anaphylaxie am 14. Tag bei Wildtyp- und IgE-KO-Mäusen bestimmt (Extended Data Abb. 6a). Wir fanden heraus, dass IgE-Antikörper für die Auslösung einer systemischen Anaphylaxie nicht erforderlich sind (Extended Data Abb. 6b), in Übereinstimmung mit einem früheren Bericht27. Wir haben bestätigt, dass OVA-spezifisches IgE durch Wildtyp-Mäuse, nicht aber durch IgE-KO-Mäuse induziert wurde; Daher ist die Anaphylaxie bei IgE-KO-Mäusen wahrscheinlich auf OVA-spezifische IgG1-Antikörper zurückzuführen, die durch allergische Sensibilisierung erhöht werden und kein IgE erfordern (Extended Data, Abb. 6c). Wie bereits gezeigt22, fanden wir heraus, dass IgE für die Förderung der Darmmotilität (Extended Data Abb. 6d) und Durchfall (nicht gezeigt) als Reaktion auf eine akute Allergenexposition im Magen-Darm-Trakt von wesentlicher Bedeutung ist. IgE ist auch für die systemische Corticosteronfreisetzung bei allergischen Mäusen erforderlich (Extended Data Abb. 6e). Im Darmgewebe war die Akkumulation von Mastzellen in den Epithel- und Lamina-propria-Kompartimenten sowie in Lamina-propria-Eosinophilen teilweise von IgE bei sensibilisierten und oral belasteten Mäusen abhängig (Extended Data Abb. 6f, g). Diese Daten zeigen, dass IgE pathologische Prozesse nach chronischer Stimulation mit Allergenen verstärkt und eine erhöhte Magen-Darm-Peristaltik und entzündliche Zellinfiltrate im allergischen Dünndarm fördert.

Mastzellen sind wichtige im Darm ansässige Immunzellen, die an Allergien, Anaphylaxie, entzündlichen Darmerkrankungen und Bauchschmerzen beteiligt sind22,23,28,29. Um ihre Rolle bei der Entwicklung des Vermeidungsverhaltens gegenüber Allergenen zu untersuchen, haben wir RMB-Mäuse mit OVA plus Alaun sensibilisiert. Wir haben die Mastzellen dieser Mäuse vor dem Präferenztest mit drei Injektionen von Diphtherietoxin abgereichert (Abb. 2g). Wir bestätigten eine effiziente Depletion der Peritoneal- und Darmmastzellen, jedoch nicht der Blutbasophilen (Extended Data Abb. 4k). Trotz der Sensibilisierung mit OVA plus Alaun zeigten RMB-Mäuse mit erschöpften Mastzellen im Vergleich zu Kontrollmäusen einen höheren Verbrauch an OVA-Lösung (Abb. 2h) und eine höhere OVA-Präferenz (Abb. 2i). Die systemischen Spiegel an IgE-Antikörpern waren bei Mäusen mit verminderter Mastzellzahl im Vergleich zu sensibilisierten Wildtyp-Mäusen gleichermaßen erhöht (Abb. 2j), was darauf hindeutet, dass Mastzellen notwendig sind, um durch IgE-Erkennung eine Vermeidung von Allergenen zu induzieren.

Verschiedene aus Mastzellen stammende Mediatoren sind an der neuronalen Erregung im Magen-Darm-Trakt während einer intestinalen Anaphylaxie beteiligt11. Angesichts der beobachteten schnellen Verhaltensänderung kamen wir zu dem Schluss, dass die verantwortlichen Mediatoren nach der IgE-abhängigen Vernetzung entweder vorgebildet oder de novo synthetisiert werden müssen30. Histamin und Serotonin, die nach der Degranulation von Mastzellen freigesetzt werden, sind zwei vorgeformte Mediatoren mit bekannter Rolle bei der Vermittlung von Juckreiz, Schmerzen, Durchfall und viszeralem Unwohlsein22,31,32,33. Wir haben die Rolle der Histaminrezeptoren H1 und H2 mit den Inhibitoren Loratadin und Famotidin getestet. Eine akute Vorbehandlung mit beiden Arzneimitteln hatte keinen Einfluss auf die OVA-Präferenz bei Kontrollmäusen oder allergisch sensibilisierten Mäusen (Extended Data Abb. 7a), was darauf hindeutet, dass Histamin möglicherweise nicht zur Vermeidung von Nahrungsmittelallergenen beiträgt. In ähnlicher Weise führte die Blockade der Serotoninsynthese durch eine 5-tägige Vorbehandlung mit para-Chlorphenylalanin nur zu einem milden und unterschiedlichen Effekt auf die Vermeidung (Extended Data, Abb. 7a). Wir fanden keine Wirkung der Vorbehandlung mit dem Serotoninrezeptor-5-HT3-Antagonisten Ondansetron im Vergleich zu mit Vehikel behandelten Kontrollen (Extended Data, Abb. 7b). Mastzell-Nozizeptor-Schaltkreise sind in der Haut, der Lunge und im Magen-Darm-Trakt gut beschrieben und tragen vermutlich zur Entzündung und Schmerzwahrnehmung bei. Zwei für diese Wechselwirkungen bekannte Mediatoren sind Substanz P und CGRP34,35, die wir getestet haben, um ihre mögliche Rolle bei der Vermittlung von Vermeidung zu bestimmen. Unter Verwendung pharmakologischer (Substanz-P-Rezeptor-Inhibitor, Aprepitant) und genetischer Ansätze (Substanz-P-KO-Mäuse) stellten wir fest, dass Substanz P das Vermeidungsverhalten gegenüber OVA nach allergischer Sensibilisierung nicht beeinflusste (Extended Data Abb. 7b,d). Wir fanden auch heraus, dass sensibilisierte Mäuse, die mit einem CGRP-Rezeptor-Inhibitor (BIBN4096) behandelt wurden, ein Vermeidungsverhalten gegenüber OVA entwickelten, vergleichbar mit den Ergebnissen bei mit Vehikel behandelten Mäusen (Extended Data, Abb. 7c). Bisher deuten unsere Ergebnisse darauf hin, dass Histamin, Serotonin, Substanz P und CGRP möglicherweise nicht zur Vermeidung von Nahrungsmittelallergenen erforderlich sind. Dies wäre jedoch wichtig für die Validierung mithilfe genetischer Knockout-Ansätze, da die Dosis und der Zeitpunkt der verwendeten Medikamente möglicherweise nicht optimal waren.

Zusätzlich zu vorgeformten Substanzen produzieren Mastzellen innerhalb von Minuten nach der IgE-vermittelten Degranulation aus Arachidonsäure gewonnene Lipidmediatoren36,37. Es ist bekannt, dass Prostanoide und Leukotriene von Mastzellen produziert werden und durch Wirkungen auf Nozizeptoren und Vagusneuronen tiefgreifende Auswirkungen auf das Verhalten haben38,39,40,41. Diese Mediatoren werden durch eine Reihe enzymatischer Schritte erzeugt, die durch geschwindigkeitsbestimmende Cyclooxygenase- bzw. Lipoxygenase-Enzyme gesteuert werden (Abb. 3a). Obwohl die Hemmung von Cyclooxygenase 1 und 2 mit Indomethacin keinen Einfluss auf das Ausmaß des Vermeidungsverhaltens hatte (Extended Data Abb. 7e), erhöhte die Hemmung von 5-Lipoxygenase (ALOX5) durch Vorbehandlung mit Zileuton die Präferenz für OVA bei sensibilisierten Mäusen signifikant, hatte jedoch keinen Einfluss OVA-Präferenz bei Kontrollen (Abb. 3b). Unter Verwendung von Organhomogenaten von Wildtyp-BALB/c-Mäusen, die mit intragastrischer OVA sensibilisiert und herausgefordert wurden, stellten wir fest, dass die Alox5-Expression transkriptionell von proximal nach distal über den Darm induziert wurde, wobei die höchste Induktion im Zwölffingerdarm (Abb. 3c) und im Zwölffingerdarm (Abb. 3c) zu finden war Epithel (Extended Data Abb. 7f). Dieses Expressionsmuster korrelierte mit der Geographie der intestinalen Mastzellexpansion (Extended Data Abb. 5f und 9b), und der Nachweis von Alox5-Transkripten ging im Zwölffingerdarm von sensibilisierten IgE-KO- und Mastzell-depletierten Mäusen weitgehend verloren (Abb. 3d). und erweiterte Daten Abb. 7f). Die Analyse eines zuvor veröffentlichten Einzelzell-RNA-Sequenzierungsdatensatzes von intestinalen Immunzellen in sensibilisierten und provozierten BALB/c-Mäusen ergab, dass Mastzellen und Basophile, aber keine anderen Immunzellen, die gesamte Transkriptionsmaschinerie exprimierten, die für die Leukotriensynthese notwendig ist (Erweiterte Daten). Abb. 7g).

a, Leukotrien-Biosyntheseweg mit Zielen von Inhibitoren und Knockout-Mäusen in Fettdruck. b, Präferenz für OVA bei OVA + Alaun-sensibilisierten BALB/c-Mäusen. Zileuton wurde 1 Stunde vor dem Präferenztest als ALOX5-Inhibitor verwendet (n = 8 Vehikel-Kontrolle, 10 Vehikel-Allergiker, 5 Zileuton-Kontrolle, 15 Zileuton-Allergiker). c, Alox5-Expression im Magen-Darm-Trakt von Kontroll- und OVA + Alaun-sensibilisierten BALB/c-Mäusen nach oraler Allergenbelastung (n = 6 Kontroll- und 8 Allergiker). d, Alox5-Expression im Zwölffingerdarm von OVA-sensibilisierten WT-, IgE-defizienten oder Mastzell-depletierten Mäusen (n = 6 WT-Kontrolle, 8 WT-Allergiker, 6 IgE-KO-Allergiker, 4 MC-depletierte Allergiker). e, Konzentration von LTE4 pro Milligramm Zwölffingerdarmgewebe, bestimmt durch Massenspektrometrie bei allergischen WT- und LTC4S-KO-Mäusen nach oralen Belastungen (n = 3 WT-Kontrolle, 5 WT-Allergiker, 3 LTC4S-KO-Allergiker). f,g, Kumulative Lecks von OVA (f; n = 9 WT-Allergiker, 5 LTC4S-KO-Allergiker) und OVA-Präferenz (g; n = 8 WT-Kontrolle, 13 WT-Allergiker, 6 LTC4S-KO-Kontrolle, 8 LTC4S-KO-Allergiker ) sensibilisierter LTC4S-KO- oder BALB/c-Kontrollmäuse. h, Präferenz für OVA bei OVA + Alaun-sensibilisierten Mäusen. HAMI3379 wurde 1 Stunde vor dem Präferenztest als CysLTR2-Inhibitor verwendet (erster Tag des Präferenztests gezeigt; n = 11 Vehikel-Kontrolle, 7 Vehikel-Allergiker, 6 HAMI3379-Kontrolle, 10 HAMI3379-Allergiker). i, OVA-Präferenz sensibilisierter CysLTR2-KO- oder BALB/c-Kontrollmäuse am ersten Testtag (n = 10 WT-Kontrolle und allergisch, 6 CysLTR2-KO-Kontrolle, 8 CysLTR2-KO-allergisch). j, Schematisches Protokoll für die subdiaphragmatische Vagotomie bei OVA + Alaun-sensibilisierten BALB/c-Mäusen. k, die OVA-Präferenz wurde 3 Wochen nach der Vagotomie bestimmt (vgx; n = 7 Schein-Kontrolle, 7 Schein-Allergie, 11 Vagotomie-Kontrolle, 8 Vagotomie-Allergie). Die Diagramme zeigen den Mittelwert ± Standardabweichung *P ≤ 0,05, **P ≤ 0,01, ***P ≤ 0,001, ****P ≤ 0,0001. b,e,g–i,k, Zweiseitiger Man-Whitney-Test. c,d, Einfaktorielle Varianzanalyse (ANOVA) mit Tukeys Mehrfachvergleichstest. Jedes Panel ist repräsentativ für mindestens zwei unabhängige Experimente. j, Erstellt mit BioRender.com.

Quelldaten

ALOX5 oxidiert Arachidonsäure, um Leukotrien A4 zu erzeugen, das durch das Enzym LTA4-Hydrolase schnell in LTB4 umgewandelt oder durch die LTC4-Synthase (LTC4S) an Glutathion konjugiert wird, um LTC4, den Elternteil aller Cysteinylleukotriene, zu erzeugen (Abb. 3a). Um Cysteinylleukotriene in allergischen Därmen zu quantifizieren, führten wir eine gezielte Massenspektrometrie an Zwölffingerdarmgewebeproben von Kontrollmäusen und allergischen Wildtyp- und LTC4S-KO-Mäusen durch. Dies zeigte einen 7–25-fachen Anstieg der LTE4-Konzentrationen im Zwölffingerdarm bei allergischen Mäusen im Vergleich zu Kontrollen, die vollständig von LTC4S abhängig waren, was auf eine intestinale Cysteinyl-Leukotrien-Produktion als Reaktion auf die Allergenaufnahme hinweist (Abb. 3e und erweiterte Daten Abb. 7h). Die PGE2- und PGD2-Konzentrationen wurden nicht signifikant verändert. Mastzellen exprimieren LTC4S, und sensibilisierte LTC4S-KO-Mäuse zeigten an beiden Tagen des Präferenztests im Vergleich zu Wildtyp-Wurfgeschwister-Kontrollen ein erhöhtes kumulatives Lecken und eine erhöhte Präferenz für OVA, wohingegen nicht sensibilisierte Mäuse nicht betroffen waren (Abb. 3f, g). Der Einfluss von LTC4S auf das Verhalten ist wahrscheinlich stromabwärts von IgE und Mastzellen, da LTC4S-KO-Mäuse im Vergleich zu Wildtyp-Mäusen vergleichbare Mengen an Gesamt- und OVA-spezifischem IgE induzierten (Extended Data, Abb. 7i). Cysteinylleukotriene wirken auf drei verschiedene Rezeptoren, die sich in ihrer Affinität zu LTC4, LTD4 und LTE4 sowie in ihrer zellulären Verteilung und Funktion unterscheiden42. Durch pharmakologische Hemmung von CysLTR1 und CysLTR2 unter Verwendung von Montelukast bzw. HAMI3379 stellten wir fest, dass HAMI3379 die Wirkung des LTC4S-Mangels am ersten Tag des OVA-Präferenztests weitgehend rekapitulierte (Abb. 3h). Dieser Effekt wurde durch eine Zunahme der OVA-Präferenz bei sensibilisierten CysLTR2-KO-Mäusen im Vergleich zu Wildtyp-Kontrollen bestätigt, trotz ähnlicher IgE-Produktion im Vergleich zu sensibilisierten Wildtyp-Mäusen (Abb. 3i und erweiterte Daten Abb. 7j). Die Wirkung der Montelukast-Behandlung auf die Allergenvermeidung konnte aufgrund der Wirkung von Montelukast auf die OVA-Aufnahme bei nicht sensibilisierten Mäusen nicht abschließend getestet werden (Daten nicht gezeigt). Diese Daten legen nahe, dass Cysteinylleukotriene, die wahrscheinlich von gastrointestinalen Mastzellen produziert werden, für das Vermeidungsverhalten gegenüber Nahrungsmittelallergenen erforderlich sind. CysLTR2 vermittelt den akuten Effekt der Allergenaufnahme auf die Vermeidung; Allerdings ist seine Wirkung nach erneuter Exposition nicht erforderlich, was darauf hindeutet, dass entweder CysLTR1- oder CysLTR3-Signalwege und nachgeschaltete Signalwege ebenfalls dazu beitragen könnten.

Es ist bekannt, dass Leukotriene ungünstige Empfindungen vermitteln, indem sie auf die Nozizeptoren des Spinalganglions und möglicherweise den Darm innervierende Vagusneuronen wirken32,38,39,43. Dieser Logik folgend untersuchten wir die Rolle darminnervierender Vagusneuronen, indem wir eine subdiaphragmatische Vagotomie durchführten (Abb. 3j). Die erfolgreiche subdiaphragmatische Vagotomie wurde durch intraperitoneale Injektion von Fluoro-Gold bestätigt und das Fehlen von Farbstoff im dorsalen motorischen Kern des Vagus festgestellt (Extended Data Abb. 7k). Die Vagotomie hatte jedoch weder auf die Präferenz für OVA bei Kontrollmäusen noch auf die Entwicklung der Vermeidung bei sensibilisierten Mäusen einen signifikanten Einfluss (Abb. 3k). Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass vagale Afferenzen möglicherweise nicht einzeln für das allergeninduzierte Vermeidungsverhalten erforderlich sind, obwohl sie möglicherweise dennoch dazu beitragen, und dass stattdessen von Mastzellen abgeleitete Signale wie Leukotriene über andere Wege erfasst werden könnten. Redundante Pfade durch vagale oder nozizeptive Neuronen des Spinalganglions, die CysLTR2 exprimieren, können möglicherweise das Fehlen einzelner Pfade kompensieren, um die Vermeidung voranzutreiben, und es wird in Zukunft von entscheidender Bedeutung sein, diese Möglichkeit zu klären. Darüber hinaus durchtrennt die subdiaphragmatische Vagotomie sowohl afferente als auch efferente motorische Fasern, und es ist möglich, dass dies die Suche nach einer Rolle für einen solchen Signalweg im untersuchten Verhalten erschwert.

Als nächstes untersuchten wir, ob ein humoraler Weg an der Allergenvermeidung beteiligt ist. Die Area postrema ist ein sensorisches zirkumventrikuläres Organ mit bekannter Rolle bei der Vermittlung von Übelkeit im Zusammenhang mit schädlichen Reizen44. Wachstums- und Differenzierungsfaktor 15 (GDF15) ist ein transformierendes Zytokin der Wachstumsfaktor-β-Superfamilie, das bei Entzündungs- und Zellstresszuständen produziert wird und durch Bindung an seinen Rezeptor GFRAL auf die Area postrema und NTS wirkt, um konditionierte Geschmacksvermeidung und Anorexie zu vermitteln45. Tatsächlich wurden die Serum-GDF15-Spiegel nach einer Nahrungsmittelallergenbelastung induziert (Abb. 4a und erweiterte Daten, Abb. 8a, links), und diese Induktion wurde mit zunehmender Anzahl von Belastungen verstärkt (Abb. 4a und erweiterte Daten, Abb. 8a, links). ). Die Serum-GDF15-Spiegel wurden nach einer systemischen OVA-Exposition sogar noch stärker induziert (Extended Data Abb. 8a, rechts). Es wurde festgestellt, dass die Induktion von GDF15 vom Hintergrundstamm abhängt, wobei BALB/c-Mäuse, aber nicht C57BL/6-Mäuse als Reaktion auf eine orale Allergenbelastung erhöhte Serumspiegel aufwiesen (Erweiterte Daten, Abb. 8b). Diese Induktion in BALB/c hing vollständig von IL-4RA-, IgE- und FCER1A-exprimierenden Zellen ab und konnte teilweise durch Vorbehandlung von Mäusen mit Zileuton (ALOX5-Inhibitor), Montelukast (CysLTR1-Inhibitor) oder HAMI3379 (CysLTR2-Inhibitor) vor jeder Belastung verhindert werden (Abb. 4b, c und erweiterte Daten Abb. 8c–e), was darauf hindeutet, dass die Produktion von Cysteinylleukotrienen in Mastzellen an der GDF15-Sekretion beteiligt sein könnte.

a, Serumspiegel von GDF15 in sensibilisierten BALB/c-Mäusen nach oraler Allergenprovokation (n = 6 Kontrolltiere und 10 Allergiker). b, Serum-GDF15 in BALB/c-WT-, IL-4RA-KO-, IgE-KO- und mastzelldepletierten (MC ∅) RMB-Mäusen nach 6 oralen Herausforderungen mit OVA (n = 16 WT-Kontrolle, 20 WT-Allergiker, 15 IgE-KO). allergisch, 11 MC-depleted-allergisch, 7 IL-4RA-KO-allergisch). c, Serum-GDF15 nach 6 oralen Herausforderungen bei BALB/c-WT-Mäusen, die vor jeder Herausforderung mit Zileuton (ALOX5-Antagonist), Montelukast (CYSLTR1-Antagonist), HAMI3379 (CYSLTR2-Antagonist) oder Vehikel vorbehandelt wurden (n = 15 Vehikelkontrolle, 16 Vehikelallergiker, 11). HAMI3379 allergisch, 15 Montelukast allergisch, 9 Zileuton allergisch). d, Expression von Gdf15-mRNA durch RNAscope im Zwölffingerdarm und Dickdarm von allergischen (Sensibilisierung und fünf oralen Belastungen) WT- oder Wurfgeschwister-IgE-KO-Mäusen (repräsentativ für 2 unabhängige Experimente mit n > 3 biologischen Replikaten in jeder Gruppe, siehe Erweiterte Daten Abb. 9). Maßstabsbalken, 100 µm (für Zwölffingerdarm) und 50 µm (für Dickdarm). e, OVA-Präferenz 1 Stunde nach der Verabreichung von rekombinantem GDF15 (rGDF15) in RMB-Mäusen mit Mastzelldepletion (MC ∅) (n = 5 WT-Kontrollmäuse, 9 WT-Allergikern, 7 MC-Depletion, 9 MC-Depletion + 0,001 mg kg−1, 8 MC abgereichert + 0,01 mg kg−1, 11 MC abgereichert + 0,1 mg kg−1 rGDF15). f, Kumulatives Lecken an der OVA-Flasche während des Zwei-Flaschen-Präferenztests bei sensibilisierten WT-Mäusen 5 Stunden nach der Injektion mit blockierendem GDF15-Antikörper oder Isotyp-Kontrolle (n = 6 allergische Isotypen und 6 allergische Anti-GDF15). g: Sensibilisierten WT-Mäusen wurde blockierender GDF15-Antikörper injiziert, und die OVA-Präferenz wurde 5 Stunden später quantifiziert (n = 3 Isotyp-Kontrolle, 10 Isotyp-Allergie, 6 Anti-GDF15-Kontrolle, 9 Anti-GDF15-Allergie). Die Diagramme zeigen den Mittelwert ± Standardabweichung *P ≤ 0,05, **P ≤ 0,01, ****P ≤ 0,0001. a–c,e, einfaktorielle ANOVA mit Sidaks Mehrfachvergleichstest. g, Zweiseitiger Mann-Whitney-U-Test. Jedes Panel ist repräsentativ für mindestens zwei unabhängige Experimente.

Quelldaten

Unter Verwendung von Organhomogenaten von sensibilisierten Mäusen, denen intragastrisch OVA ausgesetzt wurde, stellten wir fest, dass Gdf15 auf Transkriptionsebene hauptsächlich im Zwölffingerdarm und Dickdarm induziert wurde (Extended Data, Abb. 8f). Die Gdf15-Induktion in diesen Geweben hing von IgE-Antikörpern und Mastzellen ab (Extended Data Abb. 8g). Mithilfe der RNAscope-In-situ-Hybridisierung mit für Gdf15, Fcer1a und Epcam spezifischen Sonden haben wir gezeigt, dass Gdf15 nach intragastrischen OVA-Provokationen durch den Dickdarm induziert wurde, wobei die Induktion im Dünndarm geringer ausfiel (Abb. 4d und erweiterte Daten Abb. 9a– C). Dies war unerwartet, da die Mastzellexpansion im Dünn- und Dickdarm in einem Muster von proximal nach distal erfolgte. Tatsächlich zeigten Gdf15-Transkripte eine geringe (<1 %) Überlappung mit Fcer1a-Transkripten und kolokalisierten stattdessen hauptsächlich (93 %) mit EPCAM+-Zellen (Extended Data Abb. 9d). Es wurde festgestellt, dass diese GDF15+-Epithelzellen engen Kontakt mit Mastzellen bilden und hauptsächlich in der Dickdarmkrypta und der Transit-Amplifying-Zone gefunden wurden. Bemerkenswerterweise wurden ähnliche Induktionsmuster im Dickdarm zuvor nach der Behandlung von Mäusen mit Metformin beschrieben46, und die p53-Induktion durch DNA-Schäden, für die sich schnell teilende Zellen anfälliger sind, kann über einen GDF15-abhängigen Mechanismus Anorexie auslösen47. Daher induziert die Aufnahme von Nahrungsmittelallergenen die Transkription von Gdf15 im Dickdarmepithel durch IgE, Mastzellen und Leukotriene.

Um festzustellen, ob GDF15 die OVA-Vermeidung in unserem Verhaltensparadigma beeinflussen konnte und ob Mastzellen für diese Effekte notwendig waren, sensibilisierten wir BALB/c-Wildtyp- und Wurfgeschwister-Kontroll-RMB-Mäuse und depletierten Mastzellen wie beschrieben mit Diphtherietoxin (Abb. 2g). Den an Mastzellen erschöpften Mäusen wurden dann unmittelbar vor jedem Tag des OVA-Präferenztests steigende Dosen von rekombinantem GDF15 injiziert. Wir fanden heraus, dass GDF15 die Allergenvermeidung bei Mäusen mit verminderter Mastzellzahl rettete, was im Einklang damit steht, dass GDF15 der Mastzellaktivierung nachgeschaltet ist (Abb. 4e). Diese Vermeidung war dosisabhängig und führte zu einer teilweisen Reaktion bei 0,01 mg kg-1 und einer ähnlichen wie bei sensibilisierten BALB/c-Mäusen bei 0,1 mg kg-1 (Extended Data Abb. 10a). Die zur OVA-Vermeidung erforderlichen Dosen waren höher als die durch die intragastrische OVA-Provokation induzierten Dosen (Abb. 4a, b), und am ersten, aber nicht am zweiten Tag der Behandlung mit rekombinantem GDF15 war dies mit einer signifikanten Verringerung der Gesamtleckzahl verbunden dieser Gruppe (Extended Data Abb. 10b). Daher wollten wir direkt testen, ob GDF15 zur Förderung der Vermeidung von OVA erforderlich ist, indem wir einen neutralisierenden Anti-GDF15-Antikörper verwendeten. Wir haben Wildtyp-Mäuse mit OVA plus Alaun sensibilisiert und sie 5 Stunden vor jedem Tag des OVA-Präferenztests mit Isotypkontrolle oder Anti-GDF15 behandelt (Extended Data, Abb. 10c). Sowohl Isotyp- als auch Anti-GDF15-behandelte allergische Mäuse konnten OVA am ersten Tag des Präferenztests nicht vermeiden, was auf einen möglichen Effekt der Antikörperverabreichung per se auf die OVA-Vermeidung schließen lässt (Daten nicht gezeigt). Am zweiten Tag des Präferenztests führte die Blockierung von GDF15 jedoch zu einem erhöhten OVA-Verbrauch bei allergisch sensibilisierten Mäusen im Vergleich zur Isotyp-Kontrollbehandlung (Abb. 4f, g). Der Anstieg der OVA-Präferenz konnte nicht durch Unterschiede in den Antikörpertitern erklärt werden, da die Spiegel an Gesamt- und OVA-spezifischem IgE sowie OVA-spezifischem IgG1 in mit Isotyp und Anti-GDF15 behandelten Gruppen in ähnlicher Weise induziert wurden (Extended Data Abb. 10d). Die Neutralisierung von GDF15 erhöhte die Präferenz für OVA bei sensibilisierten Mäusen innerhalb von 60 Minuten und hielt über die gesamten 3 Stunden des zweiten Versuchs an (Erweiterte Daten, Abb. 10e, f). GDF15 scheint für die Allergenvermeidung notwendig zu sein, ist jedoch bei Konzentrationen, die mit der Allergenprovokation vergleichbar sind, nicht in der Lage, die Vermeidung allein voranzutreiben, was darauf hindeutet, dass andere Signale mit GDF15 synergistisch wirken könnten, um die Vermeidung zu fördern. Aufgrund unserer Ergebnisse sind Cysteinylleukotriene potenzielle Mediatoren, die diesen Effekt erklären können. Ihre Wirkung auf mehrere Signalwege, einschließlich potenziell CysLTR2-exprimierender vagaler und nichtpeptiderger Nozizeptoren zusätzlich zur Induktion von epithelialem GDF15, könnte den tiefgreifenden Mangel an Vermeidung erklären, der nach einem LTC4S-Mangel beobachtet wurde, der nur teilweise durch einen Mangel an CysLTR2 rekapituliert wurde. Daher beschreiben wir hier einen unerwarteten Mastzell-Epithel-Kreislauf, der durch einen Cysteinyl-Leukotrien- und GDF15-abhängigen Mechanismus eine Allergenvermeidung bewirkt.

Zusammengenommen zeigen diese Ergebnisse, dass die Erkennung von Allergenen durch das Immunsystem zur Entstehung von Vermeidungsverhalten führt. Wir schlagen vor, dass Vermeidungsverhalten eine Abwehrstrategie ist, die darauf abzielt, schädliche Auswirkungen der Exposition gegenüber schädlichen Substanzen, einschließlich Allergenen, zu minimieren. Unsere Ergebnisse legen nahe, dass der Nachweis von Allergenen durch IgE-Antikörper die sensorische Kapazität des Nervensystems erweitert und einen Mechanismus zur Bewertung der Qualität der Nahrung und anderer Umweltfaktoren bietet. Diese Schlussfolgerung ergänzt eine wachsende Zahl von Beweisen, die darauf hinweisen, dass die Erkennung schädlicher Reize durch das Immunsystem eine wichtige Quelle sensorischer Informationen ist, die entsprechende Verhaltensweisen antreibt48. Es trägt auch zu den wachsenden Beweisen für bidirektionale funktionelle Wechselwirkungen zwischen dem Immun- und dem Nervensystem bei49,50.

Sämtliche Tierpflege und Tierversuche wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee der Yale University School of Medicine genehmigt und stehen im Einklang mit den Richtlinien der National Institutes of Health, USA. In unseren Einrichtungen wurden Mauslinien gekreuzt, um die im Text beschriebenen endgültigen Stämme zu erhalten. Die Genotypisierung wurde gemäß den Protokollen durchgeführt, die von den Jackson Laboratories für die jeweiligen Stämme erstellt oder von den spendenden Forschern veröffentlicht wurden. Die Mäuse wurden in den Tierhaltungseinrichtungen der Yale University in Räumen mit kontrollierter Temperatur (22 °C) und Luftfeuchtigkeit gehalten, in einem 12-Stunden-Hell/Dunkel-Zyklus mit freiem Zugang zu Standardfutter (Teklad 2018S, Envigo) und Wasser.

Für alle Experimente wurden weibliche Mäuse im Alter von 6–10 Wochen verwendet. BALB/cJ (000651), C57BL/6J (000664), C57BL/6 FCER1-KO (B6.129S2(Cg)-Fcer1atm1Knt/J, 010512), BALB/c Il4ra-KO (BALB/c-Il4ratm1Sz/J, 003514)51, C57BL/6 Substanz P-KO (B6.Cg-Tac1tm1Bbm/J, 004103)34, LTC4S-KO (C.129S7(B6)-Ltc4stm1Blam/J, 0309539)52 und CysLTR2-KO (C.B6 -Cysltr2tm1Ykn/J, 031718)53 Mäuse wurden von den Jackson Laboratories gekauft und in unseren Einrichtungen gehalten. BALB/c-IgE-KO-Mäuse wurden von H. C. Oettgen (Harvard University) bereitgestellt, RMB-Mäuse (B6. Ms4a2tm1Mal)54 wurden von P. Launay (Université Paris Diderot) bereitgestellt und C57BL/6 Trpm5–/–-Mäuse wurden von W. Garret bereitgestellt (Harvard Universität). RMB-, FCER1-KO-, IgE-KO- oder Trpm5-/-Mäuse wurden für diese Studie mehr als achtmal auf BALB/cJ oder C57BL/6J rückgekreuzt. Wir haben in allen Experimenten Wurfgeschwisterkontrollen verwendet.

Chimäre Mäuse wurden nach einem Standardprotokoll erzeugt55. C57BL/6J-Wildtyp- oder FCER1-KO-Mäuse wurden als Spender in Knochenmarktransplantationsexperimenten verwendet. C57BL/6J-Wildtyp-Empfängermäuse wurden einer tödlichen Ganzkörperbestrahlung mit zwei Dosen von 500 rad (Gammacell 40 137Cs γ-Bestrahlungsquelle) mit einem Abstand von 3 Stunden zwischen der ersten und der zweiten Bestrahlung unterzogen. Frische, ungetrennte Knochenmarkszellen (10 × 106 pro Maus) wurden 4 Stunden nach der tödlichen Bestrahlung in die Schwanzvene der bestrahlten Empfängermäuse injiziert. Die Effizienz des Chimärismus wurde 8 Wochen nach der Bestrahlung und Transplantation mit peripherem Blut mittels Durchflusszytometrie überprüft, und rekonstituierte Mäuse wurden 2 Monate nach der Knochenmarktransplantation verwendet.

Zur Mastzelldepletion wurden sensibilisierten RMB-Mäusen dreimal jeden zweiten Tag 0,05 mg kg−1 Diphtherietoxin (Sigma-Aldrich D0564) intraperitoneal (ip) injiziert, wie zuvor beschrieben54, beginnend am 28. Tag nach der ersten allergischen Sensibilisierung. Da dieses Protokoll selbst bei heterozygoten RMB-Mäusen die Mastzellen effizient dezimierte, verwendeten wir sowohl heterozygote als auch homozygote Mutanten als Modelle mit dezimierter Mastzelle.

Für Arzneimittelversuche wurden Famotidin (Sigma-Aldrich F6889)56 und Loratadin (Sigma-Aldrich, L9664)57 vor dem Präferenztest zwei Tage lang jeweils in einer Endkonzentration von 10 mg kg−1 ip injiziert. p-Chlorphenylalanin (Tocris, 0938) wurde an fünf aufeinanderfolgenden Tagen vor dem Präferenztest bis zu einer Endkonzentration von 100 mg kg−1 ip injiziert (Lit. 58). Zileuton (Tocris, 3308)39 wurde 1 Stunde vor jedem Tag des Präferenztests in einer Menge von 50 mg kg-1 in 0,6 % Methylcellulose per Magensonde verabreicht. HAMI3379 (Cayman 10580)59 oder Montelukast (Cayman 35779)60 wurden 1 Stunde vor jedem Tag des Präferenztests mit 0,4 bzw. 10 mg kg–1 in sterilem PBS intraperitoneal verabreicht. Ondansetronhydrochlorid (Tocris, 2891)61 wurde 1 Stunde vor dem Präferenztest mit 1 mg kg−1 ip injiziert. Aprepitant (Sigma-Aldrich SML2215)62 wurde 1 Stunde vor dem Präferenztest mit 5 mg kg−1 ip injiziert. Indomethacin (Sigma-Aldrich, I7378) wurde vor dem Präferenztest an fünf aufeinanderfolgenden Tagen in einer Endkonzentration von 0,02 mg ml-1 oral im Trinkwasser verabreicht. Der CGRP-selektive Antagonist BIBN4096 (Tocris, 4561)63 wurde 50 Minuten vor dem Präferenztest mit 30 mg kg−1 ip injiziert. Alle Arzneimittel wurden gemäß den Anweisungen des Herstellers solubilisiert. Alle Kontrollgruppen erhielten die entsprechenden Fahrzeuglösungen.

Die Stichprobengröße für Arzneimittelstudien im Zusammenhang mit den erweiterten Daten (Abb. 7a–c, e) war wie folgt: Erweiterte Daten (Abb. 7a): 11 Vehikel-Allergiker, 5 aH1R- und aH2R-Allergiker, 9 p-Chlorphenylalanin-Allergiker; Erweiterte Daten Abb. 7b: 3 Vehikelallergien, 5 Ondansetronallergien, 5 Aprepitantallergien; Erweiterte Daten Abb. 7c: 4 Fahrzeugallergiker, 5 BIBN4096-Allergiker; Erweiterte Daten Abb. 7e: 6 Fahrzeuge allergisch, 5 Indomethacin allergisch.

Für Antikörperbehandlungsexperimente wurde den Tieren intravenös durch den retroorbitalen Sinus ein Kontrollantikörper gegen Schlüssellochnapfschnecken-Hämocyanin (Klon LTF-2) oder ein GDF15-blockierender Antikörper (Patent-ID: WO2014100689A1, Schenkung von Dr. Hui Tian)64, beide im Alter von 10 Jahren, injiziert mg kg−1 in 0,1 ml PBS 6 Stunden vor dem Präferenztest. Gereinigtes Maus-GDF15 (Patent-ID: WO2012138919A2) wurde 1 Stunde vor dem Präferenztest in Konzentrationen im Bereich von 0,001 bis 0,1 mg kg−1 ip injiziert.

Die Tiere wurden an den Tagen 0 und 7 subkutan mit 0,25 mg kg-1 endotoxinfreiem OVA (BioVendor 321001), adsorbiert in 50 mg kg-1 Alaungel (Invivogen vac-alu-250), sensibilisiert und auf ein Endvolumen von 0,2 ml verdünnt PBS pH 7,4. Die Kontrollen erhielten alle oben genannten Punkte mit Ausnahme von OVA (bezeichnet als PBS + Alaun).

Für orale Sensibilisierungsexperimente erhielten Mäuse an den Tagen 0 und 7 orale Sonden mit 5 mg OVA der Klasse III mit 0,5 mg kg−1 Choleratoxin (List Biologicals 100B, Chargennummern 10165A1 und 10165A2) in einem Endvolumen von 0,25 ml 0,2 M Natriumbicarbonatpuffer. Sowohl die Sensibilisierung als auch die Provokation wurden um Zeitgeberzeit 4 (ZT4) durchgeführt.

Zur Allergenprovokation erhielten alle Gruppen an den Tagen 14, 18, 21, 24 und 28 fünf orale Sonden mit 40 mg OVA der Klasse III (Sigma-Aldrich A5378) in 0,25 ml normalem Trinkwasser, sofern nicht anders angegeben. Für Abb. 3 und 4 und erweiterte Datenabbildungen. 5 und 6: Alle Gruppen erhielten an den Tagen 14, 16, 18, 20 und 22 5 orale Sonden mit 50 mg Grad-III-OVA (wie oben) in 0,2 ml PBS.

Das Trinkverhalten wurde mithilfe des Zwei-Flaschen-Präferenztests in speziell angefertigten Leckometerkäfigen auf der Grundlage des häufig verwendeten Saccharose-Präferenztests65 und im Anschluss an frühere Studien13,17 bestimmt. Zwei Tage nach der letzten Sensibilisierung, am 9. Tag, wurden die Mäuse einzeln in die Lickometerkäfige gesetzt und in den temperierten Testraum überführt. Während der 5 Tage der Anpassung wurden die Mäuse kontinuierlich zwei normalen Wasserflaschen ausgesetzt. Die Basismessungen begannen am letzten Tag der Anpassung, Tag 14. Am Tag 15 erhielt jede Maus 30 Minuten vor dem Einschalten der Lichter eine Flasche Wasser und eine Flasche mit 1 % OVA (Grad II, Sigma A5253), sofern nicht anders angegeben aus. Die Anzahl der Lecks in jeder Flasche wurde regelmäßig (1 oder 5 Minuten, wie angegeben) über Nacht aufgezeichnet. Am 16. Tag bei ZT2 wurden die OVA-Flaschen wieder auf normale Wasserflaschen umgestellt und die Basispräferenz bis zum nächsten Tag gemessen. Am 17. Tag wurden den Mäusen 30 Minuten vor dem Ausschalten des Lichts zwei neue Flaschen zur Verfügung gestellt: eine mit Wasser und die andere mit einer frischen Lösung von 1 % OVA. Die Positionen der Flaschen wurden geändert, um möglichen Platzpräferenzen Rechnung zu tragen. Präferenzergebnisse werden als kumulative Lecks im Zeitverlauf oder als prozentuale OVA-Präferenz ausgedrückt, die anhand der Fläche unter der Kurve der kumulativen Lecks aus der OVA-Flasche dividiert durch die gesamten kumulativen Lecks (OVA + Wasser) berechnet wird. Die Gesamtlösungsaufnahme wurde auch durch Berechnung der Differenz im Lösungsgewicht vor und nach dem Präferenztest gemessen. Mäuse hatten nach Belieben Zugang zu Futter.

Die Vermeidungsspezifität wurde mit Rinderserumalbumin (Fisher BP1600-1) getestet. Als Bitterstoff verwendeten wir Denatoniumbenzoat (Sigma D5765) zur positiven Kontrolle des Vermeidungsverhaltens.

Die Gehirne wurden 90 Minuten nach der ersten oder fünften oralen Herausforderung mit OVA gesammelt. Um den durch die Sondenernährung verursachten Stress zu minimieren, verabreichten wir vor der letzten Allergenbelastung drei Tage lang Scheinsonden mit normalem Trinkwasser. Mäuse wurden mit Isofluran (Covetrus) tief anästhesiert und transkardial mit PBS perfundiert, gefolgt von frisch zubereitetem 4 % Paraformaldehyd (PFA) in PBS. Präparierte Gehirne wurden 48 Stunden lang in 4 % PFA bei 4 °C aufbewahrt, dreimal in PBS gewaschen und 2 Tage lang in eine 30 %ige Saccharose-in-PBS-Lösung überführt und dann in 40 μm dicke koronale Abschnitte (Area postrema, dorsal) geschnitten motorischer Kern des Vagus, NTS und PBN) und 100 μm dicke Schnitte (lateraler Hypothalamus und CeA) unter Verwendung eines Kryostats Leica CM3050 S (Leica Biosystems). Kurz gesagt, die Schnitte wurden mit PBS mit 0,3 % Triton X-100 30 Minuten lang bei Raumtemperatur permeabilisiert und dann in PBS mit 0,3 % Triton . Auf die Blockierung folgte eine Inkubation mit monoklonalem Kaninchen-Anti-FOS-Primärantikörper (1:1.000 Verdünnung, Cell Signaling 2250S) oder Kaninchen-polyklonalem Anti-Fluoro-Gold-Primärantikörper (1:1.000 Fluorochrom) in derselben Blockierungslösung über Nacht für 16 Stunden und dann mit Alexa Fluor 594-konjugiertem Esel-Anti-Kaninchen-IgG-Sekundärfluoreszenzantikörper (1:500-Verdünnung, Invitrogen A21207) für 2 Stunden bei Raumtemperatur. Nach erneutem Waschen mit der Permeabilisierungslösung wurden die Schnitte auf Objektträger montiert und mit einem fluoreszierenden All-In-One-Keyence-Mikroskop (Modell BZ-X710, Keyence) sichtbar gemacht. Die Bilder wurden mit dem ×4-Objektiv aufgenommen. Gehirnregionen wurden auf der Grundlage des Allen Mouse Brain Atlas-Referenzatlas (https://mouse.brain-map.org/) definiert und mit der Open-Source-Software Fiji-ImageJ verarbeitet66. FOS+-Zellen wurden während des gesamten Verfahrens von einem verblindeten Untersucher manuell quantifiziert. Im Experiment mit Wildtyp- und IgE-KO-Mäusen wurde die FOS-Immunmarkierung unter Verwendung eines Protokolls zur Clearing des gesamten Gehirns67,68 (1:1.000, FOS, polyklonaler Kaninchen-Antikörper, 226.003, Synaptic Systems) durchgeführt. Die Bilder wurden mit dem Lichtblattmikroskop (LaVision Ultramicroscope II) aufgenommen. Für die FOS-Quantifizierung und -Analyse wurde die ClearMap2-Pipeline68 mit manueller (und verblindeter) Validierung der Zellzahlen im NTS, im Bereich Postrema und im PBN verwendet. Die Parameter für die FOS-Erkennung wurden vor der FOS-Analyse angepasst. Alle Bilder wurden in der Imaging Core Facility der Yale University verarbeitet.

Die Serumspiegel von Gesamt-IgE und OVA-spezifischen IgE-Antikörpern wurden durch einen Sandwich-Enzym-Immunoassay (ELISA) bestimmt. Für Gesamt-IgE wurden ELISA-Platten (490012-252, VWR) über Nacht bei 4 °C mit 2 mg ml-1 Anti-Maus-IgE (553413, Klon R35-72, BD Pharmingen) in 0,1 M Natriumcarbonatpuffer beschichtet pH-Wert 9,5. Die Platten wurden mit 1 % Rinderserumalbumin (Fisher BP1600-1) 2 Stunden lang bei Raumtemperatur blockiert. Serum von sensibilisierten Mäusen und Kontrollmäusen wurde auf 1:100 verdünnt und 2 Stunden lang bei Raumtemperatur inkubiert. Gereinigtes Maus-IgE (BD Biosciences 557079 für BALB/c und 557080 für C57BL/6) wurde als Standard in der höchsten Konzentration von 10 ng ml−1 verwendet, gefolgt von zweifachen Verdünnungen, um eine Standardkurve zu erstellen. Anschließend wurden 500 ng ml−1 Biotin-konjugierter Anti-IgE-Nachweisantikörper (553419, Klon R35-118, BD Biosciences) 1 Stunde lang bei Raumtemperatur inkubiert, gefolgt von einer weiteren Inkubation mit verdünntem HRP-konjugiertem Streptavidin (554066, BD Biosciences). ) für 30 Minuten bei Raumtemperatur. Anschließend wurden die Platten im Dunkeln bei Raumtemperatur mit TMB-Substratreagenz (555214, BD Biosciences) inkubiert und die Farbe alle 3 Minuten überprüft. Die Platten wurden unmittelbar nach Zugabe der Stopplösung (3 M H2SO4) bei 450 nm abgelesen. Zwischen jedem Schritt wurden die Platten fünf bis sieben Mal mit 0,05 % Tween-20 in PBS gewaschen. Die Serumkonzentrationen von OVA-spezifischem IgE wurden mit der gleichen ELISA-Methode bestimmt. Als Standard wurde gereinigtes Maus-Anti-OVA-IgE (MCA2259, Klon 2C6, Bio-Rad) mit der höchsten Konzentration von 100 ng ml-1 verwendet. Die Fängerantikörper waren die gleichen wie beim Gesamt-IgE-Assay und zum Nachweis wurden 8 mg ml-1 biotinyliertes OVA (OVA1-BN-1, Nanocs) verwendet. OVA-spezifische IgG1-Antikörper im Serum wurden durch direkten ELISA getestet. Die Platten wurden über Nacht bei 4 °C mit 20 mg ml OVA der Güteklasse V (A5503, Sigma-Aldrich) in Beschichtungspuffer (0,1 M Natriumcarbonat, pH 9,5) beschichtet. Nach dem Blockierungsschritt wurden die Serumproben auf 1:10.000 verdünnt und 1 Stunde lang bei Raumtemperatur inkubiert. Als Standard wurde gereinigtes Maus-BALB/c-IgG1 (557273, Klon MOPC-31C, BD Biosciences) mit der höchsten Konzentration von 100 ng ml-1 verwendet. Biotin-konjugiertes Maus-IgG1 (553441, Klon A85-1, BD Biosciences) wurde zum Nachweis in einer Menge von 100 ng ml-1 verwendet. Das HRP-konjugierte Streptavidin, die Substratreagenzien sowie die Blockierungs- und Waschlösungen, die für den IgG1-ELISA verwendet wurden, waren die gleichen wie oben für IgE-ELISAs beschrieben.

Um das Auftreten einer aktiven systemischen Anaphylaxie zu bestimmen, wurden sensibilisierte Mäuse 14 Tage nach der ersten Sensibilisierung bei ZT4 intravenös durch den retroorbitalen Sinus mit 5 mg kg-1 OVA der Klasse V (A5503, Sigma-Aldrich) provoziert. Zur oralen Anaphylaxie wurden Mäusen intragastrisch 40 mg OVA der Klasse III (A5378, Sigma-Aldrich) verabreicht. Die rektale Temperatur wurde 4 Stunden lang alle 30 Minuten nach der Belastung mit einer Sonde (Thermalert TH-5) gemessen.

Mäuse wurden an den Tagen 0 und 7 wie oben beschrieben mit OVA und Alaun sensibilisiert. Den Mäusen wurde 4 bis 5 Tage zuvor eine flüssige Diät verabreicht, um das Überleben und die Genesung zu fördern. Mäuse wurden ip mit Bupivacain (2 mg kg−1), Buprenorphin (1 mg kg−1) und Meloxicam (5 mg kg−1) behandelt. Die Mäuse wurden zur Einleitung mit 4 % Isofluran anästhesiert, dann unter das Mikroskop gebracht und während der Operation bei 1–1,5 % Isofluran gehalten. Durch die Haut und die intraperitoneale Wand wurde ein Bauchschnitt in der Mittellinie vorgenommen. Der Magen wurde nach außen gelegt, um die Speiseröhre freizulegen. Zwei stumpfe und gebogene 19G-Nadeln wurden vorsichtig am proximalen und distalen Ende der Speiseröhre platziert, um sie vom restlichen Gewebe zu isolieren. Es konnte beobachtet werden, dass die Vagusnerven dorsal und ventral der Speiseröhre verlaufen. Die Nerven wurden am proximalsten Ende der Speiseröhre mit einer gebogenen feinen Pinzette eingeschnitten. Scheinoperierte Kontrollmäuse erhielten den gleichen chirurgischen Eingriff, mit Ausnahme der Inzision der Nerven. Die stumpfen Nadeln wurden entfernt und die intraperitoneale Höhle und die Hautschicht wurden vernäht. Die Tiere nach der Operation erhielten zehn Tage lang eine Flüssignahrung und fünf Tage nach der Operation zusätzlich angefeuchtetes Futter. Anschließend erhielten die Tiere normales Futter und wurden zwei Wochen nach der Operation für Versuchszwecke verwendet. Die histologische Überprüfung der Vagotomie wurde durch eine ip-Injektion von 0,1 % Fluoro-Gold (Fluorchrom) bestätigt, gefolgt von einer Untersuchung des Vorhandenseins im dorsalen motorischen Kern des Vagus 2 Wochen nach der Injektion.

Die gastrointestinale Transitzeit wurde unmittelbar nach der vierten oralen Belastung mit intragastrischem OVA, am 24. Tag nach der allergischen Sensibilisierung bei ZT3, beurteilt. Den Mäusen wurde eine Sonde mit einer 0,25-ml-Lösung mit 6 % Karminrot (C1022, Sigma-Aldrich), 0,5 % Methylcellulose (M0512, Sigma-Aldrich) und 40 mg OVA der Klasse III verabreicht. Nach der oralen Sondenernährung und für die Dauer des Tests wurden die Mäuse einzeln in saubere Käfige mit normaler Einstreu gesetzt. Mäuse hatten freien Zugang zu Futter und Wasser und wurden auf das Auftreten von Durchfall überwacht. Die gastrointestinale Transitzeit wurde als die Zeit zwischen der oralen Sondenernährung und dem Auftreten des ersten Kotpellets, das den roten Karminfarbstoff enthielt, gemessen. Am Ende des Tests wurden die Mäuse in Gruppen zusammengefasst.

Einzelzellsuspensionen von Dünndarmepithel und Lamina propria wurden wie zuvor beschrieben hergestellt69,70. Kurz gesagt, der Dünndarm wurde isoliert und in Längsrichtung geöffnet. Der Inhalt wurde dann nach der Entfernung der Peyer-Plaques in PBS gespült. Das Gewebe wurde dann in 2–3 cm große Segmente geschnitten und in RPMI-Medium (ThermoFisher), das 5 mM EDTA, 0,145 mg ml–1 Dithiothreitol und 3 % FBS enthielt, bei 37 °C mit 5 % CO2 20 Minuten lang unter Rühren inkubiert. Darmstücke wurden in RPMI mit 2 mM EDTA gewaschen, um die Epithelfraktion abzutrennen. Diese Fraktion wurde dann durch Zentrifugation einem 30 %igen Percoll-Dichtegradienten unterzogen (GE17-0891-01, Sigma-Aldrich). Der Lamina propria-Verdau wurde unter Verwendung von 0,1 mg ml-1 Liberase TL (Roche Nr. 540102001) und 0,5 mg ml-1 DNAse (DN25, Sigma-Aldrich) in RPMI für 30 Minuten bei 37 °C und 5 % CO2 durchgeführt. Das verdaute Gewebe wurde nacheinander durch 70 mM- und 40 mM-Siebe gesiebt und dann in RPMI mit 3 % FBS gewaschen, und die Zellen wurden dann zur weiteren Analyse gefärbt.

Mäuse wurden durch CO2-Inhalation eingeschläfert. Blut wurde durch Herzpunktion gesammelt und dann drei Runden der Lyse roter Blutkörperchen unter Verwendung von ACK-Lysepuffer (Lonza Nr. BP10-548E) unterzogen, und die Einzelzellsuspension wurde für die Durchflusszytometrie gefärbt. Den Mäusen wurden außerdem 4 ml komplettes RPMI-Medium und 1 ml Luft intraperitoneal injiziert. Das Medium wurde mit einer Pasteurpipette aus Glas aus der Bauchhöhle abgesaugt. Die gesammelte Flüssigkeit wurde zentrifugiert und die Einzelzellsuspension für die Durchflusszytometrie gefärbt.

Einzelzellsuspensionen wurden mit Anti-CD16/32 (Fc-Block; 14-9161-73, ThermoFisher) behandelt und mit dem Lebend/Tot-Marker Ethidiummonoazidbromid (ThermoFisher Nr. E1374) in 2 % FBS in PBS oder dem Zombie gefärbt Gelbes Fixable Viability Kit (Biolegend Nr. 423103) in PBS. Die folgenden Antikörper wurden in einer Konzentration von 1 mg ml-1 verwendet, sofern nicht anders angegeben: APC–Cy7–CD117 (Klon 2B8; Biolegend-Nr. 105826), APC/eFluor780–MHCII (Klon M5/114.15.2; eBioscience 47- 5321-82), APC/eFluor780–CD19 (Klon eBio1D3; eBioscience 47-0193-82), APC/eFluor780–CD4 (Klon RM4-5; Invitrogen 47-0042-82), PE–FCER1 (Klon MAR-1; eBioscience 12-5898-82), PE–SiglecF (Klon E50-2440; BD Pharmingen Nr. 552126), PE–Gata3 (Klon TWAJ; eBioscience Nr. 12-9966-42), eFluor450-CD45 (Klon 30-F11; eBioscience Nr. 48-0451-82), eFluor450–FCER1 (Klon MAR-1; eBioscience Nr. 48-5898-82), APC–CD11b (Klon M1/70; eBioscience Nr. 17-0112-82), APC– Ly6c (Klon HK1.4; eBioscience Nr. 17-5932-82), APC–TCRb (Klon H57-597; Biolegend Nr. 109212), APC–SA (eBioscience Nr. 17-4317-82), APC–MHCII ( Klon M5/114.15.2; eBioscience-Nr. 17-5321-82), Alexa700-CD3 (Klon 17A2; Biolegend-Nr. 100216), Alexa700–CD45 (Klon 30-F11; Biolegend-Nr. 103128), Alexa700–CD19 (Klon 6D5; Biolegend-Nr. B189284), PE/Cy–CD3e (Klon 145-SC11, eBioscience-Nr. 25-0031-82), PE/Cy7–Ly6G (Klon RB6-8C5; eBioscience Nr. 25-5931-82), PE/Cy7–CD117 (Klon 2B8; eBioscience Nr. 25-1171-82), PE/Cy7 –Tbet (Klon eBio4B10; eBioscience Nr. 25-5825-82), PE/Cy7–CD4 (Klon GK1.5; Biolegend Nr. 100422), PE/Cy7–CD11b (Klon M1/70; eBioscience Nr. 25-0112 -82), PE/Cy7–CD45R (Klon RA3-6B2; eBioscience Nr. 25-0452-82), PE/Cy7–NK1.1 (Klon PK136; BD Pharmingen Nr. 552878), FITC–CD11c (Klon N418; eBioscience Nr. 11-0114-85), FITC–IgE (Klon R35-72; BD Pharmingen Nr. 553415), FITC–CD11b (Klon M1/70; eBioscience Nr. 11-0112-85), FITC–CD19 (Klon eBio1D3; eBioscience Nr. 11-0193-82), FITC–Gr1 (Ly6G/Ly6c; Klon RB6-8C5; Biolegend Nr. 108406), FITC–NK1.1 (Klon PK136; Biolegend Nr. 108706), FITC–Ter119 ( Klon Ly76; Biolegend-Nr. 116206), FITC–CD49b (Klon DX5; Biolegend-Nr. 108906), FITC–Lin (Klone 145-2C11, RB6-8C5, RA3-6B2, Ter119, M1/70; Biolegend-Nr. 133301) , FITC–MHCII (Klon M5/114.15.2; eBioscience Nr. 11-5321-82), Biotin–IgE (Klon R35-72; BD Pharmingen Nr. 553414), BV711–F4/80 (Klon T45-2342; BD Horizon Nr. 565612), BV421–CD11b (Klon M1/70; BD Horizon Nr. 562605), BV421–RORgt (Klon Q31-378; BD Horizon Nr. 562894), BUV395–CD45 (Klon 30-F11; BD Horizon Nr. 564279) , BUV737–CD90.2 (Klon 53-2.1; BD Bioscience Nr. 741701) und PECy5.5–Foxp3 (Klon FJK-16s; eBioscience Nr. 35-5773-82). Die Zellen wurden mit 1,6 % PFA (Electron Microscopy Sciences, Nr. 15710) fixiert. Die Durchflusszytometrie wurde mit einem BD LSRII-Analysegerät durchgeführt, das mit den folgenden Lasern ausgestattet war: 355 nm (ultraviolett), 405 nm (violett), 488 nm (blau) und 633 nm (rot). Die Daten wurden mit der FlowJo-Software v10.8.1 analysiert. Die Tore wurden entsprechend der Fluoreszenz minus einer Kontrolle gezogen. Ein repräsentatives Gating für alle Experimente ist in der ergänzenden Abbildung 1 zu finden. Die ergänzende Abbildung 1a – f zeigt die Immunzellpopulationen im Dünndarm, die ergänzende Abbildung 1g zeigt das Gating von Peritonealmastzellen und die ergänzende Abbildung 1h zeigt die Gating-Strategie zur Identifizierung von Blut Basophile.

Für RNAscope-Experimente wurde eine Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung an FFPE-Geweben durchgeführt, wie zuvor beschrieben71. Kurz gesagt, Mäuse wurden wie oben sensibilisiert und jeden zweiten Tag sechsmal intragastrisch mit 50 mg OVA der Klasse III provoziert. Eine Stunde nach der sechsten Sondenernährung wurden die Mäuse durch CO2-Erstickung eingeschläfert und der Dünndarm und Dickdarm wurden entnommen. Die Gewebe wurden mit PBS gespült, gefolgt von 4 % PFA, der Länge nach geöffnet und über Nacht bei Raumtemperatur fixiert. Am nächsten Tag wurde der Dünndarm in Drittel geteilt und alle Gewebe mit der Biskuitrolle-Technik gerollt und anschließend in Paraffin eingebettet. RNAscope wurde mit dem RNAscope Multiplex Flourescent v2 Kit (ACD 323110) unter Verwendung spezifischer Sonden für GDF15 (ACD 318521), EPCAM (ACD 418151-C2) und FCER1A (ACD 511331-C3) gemäß den Anweisungen des Herstellers für FFPE-Gewebe mit Fluoreszenzdetektion durchgeführt bis Opal 620, Opal 520 bzw. Opal 570 (Akoya Biosciences FP1495001KT, FP1487001KT, SKU FP1488001KT). Die Objektträger wurden mit 4′,6-Diamidino-2-phenylindol (DAPI) gegengefärbt. Die Qualität der Gewebe-RNA wurde bestätigt und der Hintergrundschwellenwert wurde mithilfe positiver und negativer Kontrollsonden (ACD 320881, ACD320871) ermittelt. Die Bilder wurden mit einem Leica STP 6000-Fluoreszenzmikroskop unter Verwendung von Kachelscans ganzer Biskuitrollenabschnitte mit 20-facher Auflösung aufgenommen. Die FCER1A-, EPCAM- und GDF15-Kolokalisationsanalyse wurde in Qupath (QuPath Quantitative Pathology & Bioimage Analysis, v3.0) auf der Grundlage der Fluoreszenzschwelle von Zellen durchgeführt, die durch DAPI-Positivität erkannt wurde.

Proximale Zwölffingerdarmgewebeproben (3 cm unmittelbar distal des Pylorus) von Kontrollmäusen oder sensibilisierten Wildtyp- oder Wurfgeschwisterkontroll-LTC4S-KO-Mäusen wurden 1 Stunde nach der fünften intragastrischen OVA-Exposition entnommen. Die gezielte Eicosanoid-Quantifizierung wurde am UCSD Lipidomics Core durchgeführt. Kurz gesagt, Eicosanoide wurden unter Verwendung von Strata-x-Polymer-Umkehrphasensäulen (8B-S100-UBJ Phenomenex) gereinigt, in Puffer A rekonstituiert und durch Umkehrphasen-Ultraleistungsflüssigkeitschromatographie mit Massenspektrometrie unter Verwendung eines Sciex 6500 Qtrap-Massenspektrometers unter Verwendung der zuvor beschriebenen Methoden analysiert Methoden72.

Mastzellen wurden histologisch durch CAE-Färbung wie zuvor beschrieben quantifiziert22. Kurz gesagt, die mittleren 10 cm des Dünndarms wurden 1 Stunde nach der siebten OVA-Sondensonde gesammelt und einmal intraluminal mit PBS und dann einmal mit 10 % NBF gespült. Anschließend wurden die Därme in Längsrichtung geöffnet und über Nacht auf Whatman-Papier in 10 % NBF bei Raumtemperatur fixiert und anschließend wie zuvor beschrieben zu Biskuitrollen gerollt. Anschließend wurden die Därme dehydriert, in Paraffin eingebettet, in 5-μm-Schnitte geschnitten und vom Yale Pathology Tissue Service auf Naphtholchloracetatesterase-Färbung gefärbt. Mastzellen wurden abgebildet und quantifiziert, indem fünf unabhängige × 10-Sichtfelder für CAE+-Zellen in QuPath manuell gezählt und gemittelt wurden, um einen Durchschnitt pro unabhängiger Probe zu erhalten. Jede unabhängige biologische Probe wird als einzelner Punkt in Extended Data Abb. 3h dargestellt.

Das Serum für alle GDF15-Messungen wurde Mäusen 1 Stunde nach der intragastrischen OVA-Exposition mit 50 mg entnommen, sofern nicht anders angegeben. Die GDF15-Spiegel im Serum wurden mittels ELISA (R&D, MGD150) gemessen.

Zur Gewebe-RNA-Extraktion wurden Gewebe in RNA STAT-60 RNA-Isolierungsreagenz (Amsbio) gesammelt und durch Perlenhomogenisierung (Omni, INC) aufgeschlossen. Die RNA wurde mit dem Direct-zol RNA Mini Kit (Zymo, R2051) extrahiert. Die cDNA-Synthese wurde unter Verwendung von MMLV-Reverse-Transkriptase (Clontech) mit Oligo(dT)-Primern durchgeführt. Quantitative PCR mit umgekehrter Transkription wurde auf dem CFX384 Real-Time System (Bio-Rad) unter Verwendung von PerfeCTa SYBR Green Supermix (Quanta Biosciences) durchgeführt und die Transkripte wurden auf Rpl13a normalisiert.

Statistische Analysen wurden in der GraphPad Prism-Software v9.5.0 durchgeführt. Die Daten wurden mit dem Mann-Whitney-U-Test (zwei Versuchsgruppen) oder einer einfachen ANOVA mit Mehrfachvergleichstest analysiert. Statistische Signifikanz ist definiert als *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001. Im gesamten Manuskript wurden nichtparametrische statistische Analysen verwendet und alle Daten sind Mittelwerte ± SEM, sofern nicht anders angegeben.

Weitere Informationen zum Forschungsdesign finden Sie in der mit diesem Artikel verlinkten Nature Portfolio Reporting Summary.

Alle Daten werden auf begründete Anfrage frei zugänglich gemacht. Einzelzell-RNA-Sequenzierungsdaten für intestinale Immunzellen während einer Nahrungsmittelallergie bei BALB/cJ-Mäusen (Extended Data Abb. 7g) können beim National Center for Biotechnology Information Gene Expression Omnibus unter der Zugangsnummer GSE124880 (Ref. 73) abgerufen werden. Alternativ können verarbeitete Einzelzell-RNA-Sequenzierungsdaten für dieselbe Studie unter https://portals.broadinstitute.org/single_cell/study/fasi-immune-mouse-small-intestine gefunden werden. Der Referenzatlas „Allen Mouse Brain Atlas“ ist unter https://atlas.brain-map.org verfügbar. ClearMap 2.0 mit WobblyStitcher, TubeMap und CellMap ist verfügbar unter https://github/ChristophKirst/ClearMap2 (Ref. 68,74). Quelldaten werden mit diesem Dokument bereitgestellt.

Hoffman, SA, Shucard, DW & Harbeck, RJ Das Immunsystem kann das Lernen beeinflussen: chronische Immunkomplexerkrankung in einem Rattenmodell. J. Neuroimmunol. 86, 163–170 (1998).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Talbot, S., Foster, SL & Woolf, CJ Neuroimmunität: Physiologie und Pathologie. Annu. Rev. Immunol. 34, 421–447 (2016).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Jackson, KD, Howie, LD & Akinbami, LJ Trends bei allergischen Erkrankungen bei Kindern: Vereinigte Staaten, 1997-2011 Data Brief 1–8 (NCHS, 2013).

Strachan, DP Heuschnupfen, Hygiene und Haushaltsgröße. Br. Med. J. 299, 1259–1260 (1989).

Artikel CAS Google Scholar

Moneret-Vautrin, DA, Morisset, M., Flabbee, J., Beaudouin, E. & Kanny, G. Epidemiologie lebensbedrohlicher und tödlicher Anaphylaxie: eine Übersicht. Allergie 60, 443–451.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Profet, M. Die Funktion der Allergie: immunologische Abwehr gegen Toxine. Q. Rev. Biol. 66, 23–62 (1991).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Stebbings, JH Jr. Sofortige Überempfindlichkeit: eine Abwehr gegen Arthropoden? Perspektive. Biol. Med. 17, 233–241 (1974).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Palm, NW, Rosenstein, RK & Medzhitov, R. Allergische Wirtsabwehr. Natur 484, 465–472 (2012).

Artikel ADS CAS PubMed Google Scholar

Marichal, T. et al. Eine vorteilhafte Rolle für Immunglobulin E bei der Abwehr des Wirts gegen Honigbienengift. Immunität 39, 963–975 (2013).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Palm, NW et al. Bienengift-Phospholipase A2 induziert eine primäre Typ-2-Reaktion, die vom Rezeptor ST2 abhängt und eine schützende Immunität verleiht. Immunität 39, 976–985 (2013).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Undem, B. & Taylor-Clark, T. Mechanismen, die den neuronalen Symptomen einer Allergie zugrunde liegen. J. Allergieklinik. Immunol. 133, 1521–1534 (2014).

Cara, DC, Conde, AA & Vaz, NM Immunologische Induktion der Geschmacksaversion bei Mäusen. Braz. J. Med. Biol. Res. 27, 1331–1341 (1994).

CAS PubMed Google Scholar

Basso, AS, De Sá-Rocha, LC & Palermo-Neto, J. Immuninduzierte Geschmacksaversion bei Mäusen: Modifikation durch Capsaicin-Behandlung bei Neugeborenen. Neuroimmunmodulation 9, 88–94 (2001).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Djurić, VJ et al. Konditionierte Geschmacksaversion bei Ratten, die einem anaphylaktischen Schock ausgesetzt waren. Ann. NY Acad. Wissenschaft. 496, 561–568 (1987).

Artikel ADS PubMed Google Scholar

Damak, S. et al. Trpm5-Nullmäuse reagieren auf bittere, süße und Umami-Verbindungen. Chem. Sinne 31, 253–264 (2006).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Chen, C.-YY et al. Die Induktion von Interleukin-9-produzierenden Schleimhautmastzellen fördert die Anfälligkeit für IgE-vermittelte experimentelle Nahrungsmittelallergien. Immunität 43, 788–802 (2015).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Mirotti, L., Mucida, D., de Sá-Rocha, LC, Costa-Pinto, FA & Russo, M. Nahrungsmittelaversion: ein kritisches Gleichgewicht zwischen allergenspezifischen IgE-Spiegeln und Geschmackspräferenz. Gehirnverhalten. Immun. 24, 370–375 (2010).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Campos, CA, Bowen, AJ, Roman, CW & Palmiter, RD Kodierung von Gefahren durch parabrachiale CGRP-Neuronen. Natur 555, 617–620 (2018).

Artikel ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Butler, RK et al. Aktivierung phänotypisch unterschiedlicher neuronaler Subpopulationen der Amygdala der Ratte nach Exposition gegenüber Raubtiergeruch. Neurowissenschaften 175, 133–144 (2011).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Leyva-Castillo, J.-M. et al. Mechanische Hautverletzungen fördern die Nahrungsmittelanaphylaxie, indem sie die Ausbreitung von Darmmastzellen vorantreiben. Immunity 50, 1262–1275 (2019).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Matsushita, K. et al. Die Rolle von Sp140 bei IgE- und Mastzellreaktionen bei Collaborative Cross-Mäusen. JCI Insight https://doi.org/10.1172/jci.insight.146572 (2021).

Brandt, EB et al. Für experimentellen oralen Allergen-induzierten Durchfall werden Mastzellen benötigt. J. Clin. Investieren. 112, 1666–1677 (2003).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Galli, SJ & Tsai, M. IgE und Mastzellen bei allergischen Erkrankungen. Nat. Med. 18, 693–704 (2012).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Finkelman, FD et al. IL-4 ist erforderlich, um in vivo IgE-Reaktionen zu erzeugen und aufrechtzuerhalten. J. Immunol. 141, 2335–2341 (1988).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Eisenbarth, SC et al. Lipopolysaccharid-verstärkte, Toll-like-Rezeptor-4-abhängige T-Helferzell-Typ-2-Reaktionen auf inhaliertes Antigen. J. Exp. Med. 196, 1645–1651 (2002).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Florsheim, EB, Sullivan, ZA, Khoury-Hanold, W. & Medzhitov, R. Nahrungsmittelallergie als biologisches Lebensmittelqualitätskontrollsystem. Zelle https://doi.org/10.1016/j.cell.2020.12.007 (2021).

Oettgen, HC et al. Aktive Anaphylaxie bei Mäusen mit IgE-Mangel. Natur 370, 367–370 (1994).

Artikel ADS CAS PubMed Google Scholar

Aguilera-Lizarraga, J. et al. Eine lokale Immunantwort auf Nahrungsmittelantigene führt zu mahlzeitbedingten Bauchschmerzen. Natur 590, 151–156 (2021).

Artikel ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Barbara, G. et al. Mastzellabhängige Erregung viszeral-nozizeptiver sensorischer Neuronen beim Reizdarmsyndrom. Gastroenterology 132, 26–37 (2007).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Wernersson, S. & Pejler, G. Mastzellsekretorische Körnchen: gewappnet für den Kampf. Nat. Rev. Immunol. 14, 478–494 (2014).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Bhargava, KP & Dixit, KS Rolle der Chemorezeptor-Triggerzone bei Histamin-induziertem Erbrechen. Br. J. Pharmacol. 34, 508–513 (1968).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Solinski, HJ et al. Nppb-Neuronen sind Sensoren für durch Mastzellen verursachten Juckreiz. Cell Rep. 26, 3561–3573 (2019).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Xie, Z. et al. Die Darm-Gehirn-Achse für toxininduzierte Abwehrreaktionen. Zelle 185, 4298–4316 (2022).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Cao, YQ et al. Primäre afferente Tachykinine sind erforderlich, um mäßige bis starke Schmerzen zu verspüren. Nature 392, 390–394 (1998).

Artikel ADS CAS PubMed Google Scholar

Wallrapp, A. et al. Das Calcitonin-Gen-verwandte Peptid reguliert die Alarmin-gesteuerten Typ-2-Antworten angeborener lymphoider Zellen negativ. Immunität 51, 709–723 (2019).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Murakami, M., Austen KF & Arm, JP Die unmittelbare Phase der c-kit-Ligand-Stimulation von aus dem Knochenmark der Maus stammenden Mastzellen löst eine schnelle Leukotrien-C4-Erzeugung durch posttranslationale Aktivierung der zytosolischen Phospholipase A2 und der 5-Lipoxygenase aus. J. Exp. Med. 182, 197–206 (1995).

Lewis, RA et al. Prostaglandin D2-Erzeugung nach Aktivierung von Ratten- und menschlichen Mastzellen mit Anti-IgE. J. Immunol. 129, 1627–1631 (1982).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Voisin, T. et al. Der CysLT2R-Rezeptor vermittelt durch Leukotrien C4 ausgelösten akuten und chronischen Juckreiz. Proz. Natl Acad. Wissenschaft. USA 118, e2022087118 (2021).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Wang, F. et al. Eine basophil-neuronale Achse fördert den Juckreiz. Zelle 184, 422–440 (2021).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Taylor-Clark, TE et al. Prostaglandininduzierte Aktivierung nozizeptiver Neuronen durch direkte Interaktion mit dem transienten Rezeptorpotential A1 (TRPA1). Mol. Pharmakol. 73, 274–281 (2008).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Bin, N.-R. et al. Ein sensorischer Weg von den Atemwegen zum Gehirn vermittelt grippebedingte Krankheiten. Natur https://doi.org/10.1038/s41586-023-05796-0 (2023).

Kanaoka, Y. & Boyce, JA Cysteinylleukotriene und ihre Rezeptoren; neue Konzepte. Allergie Asthma Immunol. Res. 6, 288–295 (2014).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Chebolu, S., Wang, Y., Ray, AP & Darmani, NA Pranlukast verhindert Cysteinyl-Leukotrien-induziertes Erbrechen bei der geringsten Spitzmaus (Cryptotis parva). EUR. J. Pharmacol. 628, 195–201 (2010).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Zhang, C. et al. Area-postrema-Zelltypen, die übelkeitsassoziiertes Verhalten vermitteln. Neuron 109, 461–472 (2021).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Wang, D. et al. GDF15: Neue biologische und therapeutische Anwendungen für Fettleibigkeit und kardiometabolische Erkrankungen. Nat. Rev. Endocrinol. 17, 592–607 (2021).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Coll, AP et al. GDF15 vermittelt die Wirkung von Metformin auf das Körpergewicht und den Energiehaushalt. Natur 578, 444–448 (2020).

Artikel ADS CAS PubMed Google Scholar

Mulderrig, L. et al. Aldehydbedingter Transkriptionsstress löst eine magersüchtige DNA-Schadensreaktion aus. Natur 600, 158–163 (2021).

Artikel ADS CAS PubMed Google Scholar

Rankin, LC & Artis, D. Jenseits der Wirtsabwehr: Neue Funktionen des Immunsystems bei der Regulierung komplexer Gewebephysiologie. Zelle 173, 554–567 (2018).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Tracey, KJ Reflexkontrolle der Immunität. Nat. Rev. Immunol. 9, 418–428 (2009).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Koren, T. et al. Neuronen der Inselrinde kodieren und rufen spezifische Immunantworten ab. Zelle 184, 5902–5915 (2021).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Noben-Trauth, N. et al. Ein von Interleukin 4 (IL-4) unabhängiger Weg für die IL-4-Produktion von CD4+-T-Zellen wurde in Mäusen mit IL-4-Rezeptor-Mangel entdeckt. Proz. Natl Acad. Wissenschaft. USA 94, 10838–10843 (1997).

Artikel ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kanaoka, Y., Maekawa, A., Penrose, JF, Austen, KF & Lam, BK Abgeschwächte Zymosan-induzierte peritoneale Gefäßpermeabilität und IgE-abhängige passive kutane Anaphylaxie bei Mäusen, denen Leukotrien-C4-Synthase fehlt. J. Biol. Chem. 276, 22608–22613 (2001).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Beller, TC, Maekawa, A., Friend, DS, Austen, KF & Kanaoka, Y. Gezielte Genstörung enthüllt die Rolle des Cysteinyl-Leukotrien-2-Rezeptors bei erhöhter Gefäßpermeabilität und bei Bleomycin-induzierter Lungenfibrose bei Mäusen. J. Biol. Chem. 279, 46129–46134 (2004).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Dahdah, A. et al. Mastzellen verschlimmern die Sepsis, indem sie die Phagozytose von Peritonealmakrophagen hemmen. J. Clin. Investieren. 124, 4577–4589 (2014).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Florsheim, E. et al. Integrierte angeborene Mechanismen, die bei allergischen Atemwegsentzündungen gegen die Serinprotease Subtilisin beteiligt sind. J. Immunol. 194, 4621–4630 (2015).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Lim, SAO et al. Verstärkte Histamin-H2-Erregung striataler cholinerger Interneurone bei L-DOPA-induzierter Dyskinesie. Neurobiol. Dis. 76, 67–76 (2015).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Hossen, MA et al. Wirkung von Loratadin auf Mausmodelle von atopischer Dermatitis-assoziiertem Pruritus. Int. Immunpharmakol. 5, 1331–1336 (2005).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Kann, Ö. D., Demir Özkay, Ü. & Üçel, U. İ. Antidepressivum-ähnliche Wirkung von Vitexin bei BALB/c-Mäusen und Hinweise auf die Beteiligung monoaminerger Mechanismen. EUR. J. Pharmacol. 699, 250–257 (2013).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Wunder, F. et al. Pharmakologische Charakterisierung des ersten potenten und selektiven Antagonisten am Cysteinyl-Leukotrien-2 (CysLT2)-Rezeptor. Br. J. Pharmacol. 160, 399–409 (2010).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Jones, TR et al. Pharmakologie von Montelukast-Natrium (SingulairTM), einem wirksamen und selektiven Leukotrien-D4-Rezeptor-Antagonisten. Dürfen. J. Physiol. Pharmakol. 73, 191–201 (1995).

Artikel ADS CAS PubMed Google Scholar

Gupta, D., Radhakrishnan, M. & Kurhe, Y. Ondansetron, ein 5HT3-Rezeptorantagonist, kehrt Depressionen und angstähnliches Verhalten bei Streptozotocin-induzierten diabetischen Mäusen um: mögliche Auswirkung auf das serotonerge System. EUR. J. Pharmacol. 744, 59–66 (2014).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Yang, Y. et al. Aprepitant hemmt JNK und p38/MAPK, um Entzündungen abzuschwächen und entzündliche Schmerzen zu unterdrücken. Vorderseite. Pharmakol. 12, 811584 (2022).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Pinho-Ribeiro, FA et al. Durch die Blockierung der neuronalen Signalübertragung an Immunzellen wird eine invasive Streptokokkeninfektion behandelt. Zelle 173, 1083–1097 (2018).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Luan, HH et al. GDF15 ist ein entzündungsinduzierter zentraler Mediator der Gewebetoleranz. Zelle 178, 1231–1244 (2019).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Liu, M.-Y. et al. Saccharose-Präferenztest zur Messung stressinduzierter Anhedonie bei Mäusen. Nat. Protokoll. 13, 1686–1698 (2018).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Schindelin, J. et al. Fidschi: eine Open-Source-Plattform für die Analyse biologischer Bilder. Nat. Methoden 9, 676–682 (2012).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Renier, N. et al. IDISCO: eine einfache, schnelle Methode zur Immunmarkierung großer Gewebeproben für die Volumenbildgebung. Zelle 159, 896–910 (2014).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Renier, N. et al. Kartierung der Gehirnaktivität durch automatisierte Volumenanalyse unmittelbar früher Gene. Zelle 165, 1789–1802 (2016).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Spencer, SP et al. Die Anpassung angeborener Lymphzellen an einen Mikronährstoffmangel fördert die Typ-2-Barriereimmunität. Wissenschaft 343, 432–437 (2014).

Artikel ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Sullivan, ZA et al. γδ-T-Zellen regulieren die Reaktion des Darms auf die Nährstoffwahrnehmung. Wissenschaft 371, eaba8310 (2021).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Wang, F. et al. RNAscope: eine neuartige In-situ-RNA-Analyseplattform für formalinfixierte, in Paraffin eingebettete Gewebe. J. Mol. Diagnostik 14, 22–29 (2012).

Quehenberger, O. et al. Lipidomics zeigt eine bemerkenswerte Vielfalt an Lipiden im menschlichen Plasma 1 [S]. J. Lipid Res. 51, 3299–3305 (2010).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Xu, H. et al. Der Transkriptionsatlas der intestinalen Immunzellen zeigt, dass das Neuropeptid α-CGRP die Reaktionen angeborener lymphoider Zellen der Gruppe 2 moduliert. Immunität 51, 696–708 (2019).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kirst, C. et al. Kartierung der feinskaligen Organisation und Plastizität des Gehirngefäßsystems. Zelle 180, 780–795 (2020).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Referenzen herunterladen

Wir danken allen Mitgliedern der Laboratorien von RM und MOD für die Diskussionen sowie C. Annicelli, S. Cronin und J. Bober für ihre Unterstützung bei der Tierpflege und -haltung. Wir danken W. Khoury-Hanold für die Rückkreuzung der Trpm5−/− Mäuse in den BALB/c-Hintergrund. Wir danken D. Mucida für die Diskussionen und für die Bereitstellung der RMB F1-Mäuse. Wir danken den Mitgliedern des UCSD Lipidomics-Kerns für ihre Hilfe bei der Quantifizierung von Eicosanoiden mittels Massenspektrometrie. Wir danken außerdem T. Carvalho und C. H. Serezani für konstruktive Vorschläge sowie M. Sikora für die Hilfe bei der Analyse der zuvor veröffentlichten Daten zur Einzelzell-RNA-Sequenzierung von Immunzellen. Schematische Darstellungen in Abb. 1a,g, 2g und 3j und erweiterte Datenabbildungen. 1i, 2a, 4f, 5a,e, 6a und 10c wurden mit BioRender.com erstellt. Das Labor von RM wird vom Howard Hughes Medical Institute, der Food Allergy Science Initiative, Food Allergy Research and Education, der Blavatnik Family Foundation und einem Zuschuss der National Institutes of Health (AI144152-01) unterstützt. RM ist Forscher am Howard Hughes Medical Institute. NDB wird vom National Institute of Allergy and Infectious Diseases der National Institutes of Health unter der Fördernummer F30AI174787 unterstützt.

Andrew Wang

Aktuelle Adresse: Abteilung für Immunbiologie, Yale University School of Medicine, New Haven, CT, USA

Diese Autoren haben gleichermaßen beigetragen: Esther B. Florsheim, Nathaniel D. Bachtel

Abteilung für Immunbiologie, Yale University School of Medicine, New Haven, CT, USA

Esther B. Florsheim, Nathaniel D. Bachtel, Jaime L. Cullen, Fernando Carvalho, Cuiling Zhang und Ruslan Medzhitov

School of Life Sciences, Arizona State University, Tempe, AZ, USA

Esther B. Florsheim & Bruna GC Lima

Biodesign Institute, Zentrum für Gesundheit durch Mikrobiome, Arizona State University, Tempe, AZ, USA

Esther B. Florsheim

Abteilung für Pharmakologie, Universität São Paulo, São Paulo, Brasilien

Bruna GC Lima

Abteilung für Vergleichende Medizin, Yale University School of Medicine, New Haven, CT, USA

Bruna GC Lima, Mahdieh Godazgar, Carolina P. Chatain, Marcelo R. Zimmer und Marcelo O. Dietrich

Zentrum für Entzündungsforschung, INSERM UMR1149, CNRS EMR8252, Universität Paris Cité, Paris, Frankreich

Gregory Gautier und Pierre Launay

Medizinische Fakultät (Rheumatologie, Allergie und Immunologie), Yale University School of Medicine, New Haven, CT, USA

Andrew Wang

Howard Hughes Medical Institute, Chevy Chase, MD, USA

Ruslan Medzhitov

Tananbaum Center for Theoretical and Analytical Human Biology, Yale University School of Medicine, New Haven, CT, USA

Ruslan Medzhitov

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EBF, NDB und RM konzipierten und gestalteten die Studie. MOD und AW brachten Ideen und Fachwissen ein. EBF, NDB und JC führten die Präferenztests und Entzündungsexperimente durch und erzeugten die IgE-KO-Mäuse BALB/c RMB und C57BL/6. EBF, MRZ und MOD bauten die ersten Lickometerkäfige und führten die Präferenztests durch. BGCL, FC, CPC und MRZ führten die Gehirnsammlungen, die FOS-Immunfärbung, die iDisco-Analyse und die Quantifizierung durch. MG führte die Vagotomieoperationen und Präferenztests mit vagotomierten Mäusen durch. CZ hat die FCER1-Chimären erzeugt. EBF, NDB, JC, BGCL, MG, CPC, MRZ und MOD analysierten Daten. GG und PL lieferten den RMB-Stamm. EBF, NDB und RM haben das Manuskript mit Beiträgen von JC, AW und MOD verfasst. Alle Autoren haben das Manuskript und die Abbildungen überarbeitet und bearbeitet.

Korrespondenz mit Esther B. Florsheim oder Ruslan Medzhitov.

AW erhielt von NGM Biopharmaceuticals über das Yale Office of Sponsored Projects Mittel für Forschungsprojekte, die nichts mit dieser Studie zu tun hatten. Die Autoren geben keine weiteren Interessenkonflikte an.

Nature dankt Cezmi Akdis, Marc Rothenberg und den anderen, anonymen Gutachtern für ihren Beitrag zum Peer-Review dieser Arbeit.

Anmerkung des Herausgebers Springer Nature bleibt hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten neutral.

a, Kumulatives Lecken von Wasserlösung aus rechts oder links positionierten Flaschen von Kontrollmäusen (links) und OVA/Alaun-sensibilisierten BALB/c-Mäusen (rechts) (n = 15–18). b, Bevorzugung der Wasserflasche auf der rechten Seite durch Kontrollmäuse und OVA/Alaun-sensibilisierte Mäuse (n = 15 Kontrollmäuse und 17 Allergiker). c, Lösungsaufnahme von Wasser und unterschiedlichen OVA-Konzentrationen bei Kontrollmäusen am ersten Tag des Zwei-Flaschen-Präferenztests (n = 6 pro Konzentration). d, Kumulatives Lecken auf unterschiedliche OVA-Konzentrationen von Mäusen, die mit OVA/Alaun sensibilisiert wurden (n = 5–6 pro Konzentration). e, Präferenz für unterschiedliche OVA-Konzentrationen bei sensibilisierten Mäusen (n = 4–6 pro Konzentration). f, Gesamtzahl der Leckungen während der Wasserbasislinie oder des OVA-Tests am ersten Tag, bestimmt als Summe der Leckungen aus den beiden Flaschen nach 200 Minuten (n = 12–13 Kontrolle und 15–16 Allergiker). g, Bevorzugung einer 1 %igen OVA-Lösung innerhalb von 10 Minuten nach dem Anbieten der beiden Flaschen (n = 16 Kontrollpersonen und 18 Allergiker). h, OVA-Präferenz durch OVA/Alaun-sensibilisierte TRPM5 WT- oder KO-Mäuse (n = 5 WT und 6 TRPM5 KO). i, Versuchsprotokoll zur oralen Sensibilisierung gegenüber OVA mit Choleratoxin (CT). Den Mäusen wurde an den Tagen 0 und 7 ig OVA mit oder ohne CT verabreicht. Die Kontrollen erhielten nur OVA. j, Präferenz für OVA am ersten Tag des Präferenztests (n = 5 Kontrollpersonen und 5 CT-sensibilisierte Personen). km, Gesamtzahl der cFos+-Zellen in der Area postrema (AP), dem lateralen Hypothalamus (LH) und dem paraventrikulären Kern des Hypothalamus (PVN) von OVA/Alaun-sensibilisierten Mäusen (n = 6 Kontroll- und 6 Allergiker). Die Diagramme zeigen den Mittelwert ± Standardabweichung *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01, ***p ≤ 0,001. ae und gm, zweiseitiger Mann-Whitney-Test, f, einfaktorielle ANOVA mit Dunns Mehrfachvergleichstest. Jedes Panel ist repräsentativ für mindestens zwei unabhängige Experimente. i, Erstellt mit BioRender.com.

Quelldaten

a, Experimentelles Protokoll zur Bestimmung zellulärer Entzündungen im Dünndarm bei oraler Belastung. BALB/c-Mäuse wurden am Tag 0 und am Tag 7 mit OVA/Alaun sensibilisiert und am Tag 20 oral mit OVA herausgefordert. Eine Stunde später wurden Dünndarmzellen aus der Lamina propria (b) und der Epithelschicht (c) isoliert und mittels Durchflusszytometrie analysiert . Die Diagramme sind repräsentativ für zwei unabhängige Experimente, n = 4–5 pro Gruppe. Die Diagramme zeigen den Mittelwert ± Standardabweichung *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01, ***p ≤ 0,001. Zweiseitiger Mann-Whitney-Test. Jedes Panel ist repräsentativ für mindestens zwei unabhängige Experimente. a, Erstellt mit BioRender.com.

Quelldaten

a, Kumulatives Lecken der OVA-Lösung von weiblichen BALB/c- oder C57BL/6-Mäusen, die mit PBS/Alaun oder OVA/Alaun sensibilisiert wurden. Nach Tag 1 erhielten die Mäuse Wasserflaschen und am Tag 2 des Zwei-Flaschen-Präferenztests wurden OVA-Flaschen auf der gegenüberliegenden Seite von d1 angeboten (n = 12 Kontrolle und 8 allergische BALB/cJ, 17 Kontrolle und allergische C57BL/6J). b, Präferenz für OVA-Lösung (n = 14 Kontrollpersonen und 13 allergische BALB/cJ, 12 Kontrollpersonen und 20 allergische C57BL/6J). c, Gesamtserum-IgE bei Mäusen, die mit OVA/Alaun sensibilisiert und fünfmal oral provoziert wurden (n = 6 Kontroll- und allergische BALB/cJ, 12 Kontroll- und 6 allergische C57BL/6J). d, OVA-spezifisches IgG1 nach allergischer Sensibilisierung und Provokationen (n = 6 Kontrolle und allergisches BALB/cJ, 12 Kontrolle und 5 allergisches C57BL/6J). e: Die gastrointestinale Transitzeit wurde bei der vierten oralen Belastung mit OVA in Kontrollmäusen und OVA/Alaun-sensibilisierten Mäusen mithilfe eines Rotkarmin-Assays bestimmt (n = 15 Kontroll- und 16 allergische BALB/cJ, 6 Kontroll- und allergische C57BL/6J). f, Systemisches Corticosteron 1 Stunde nach der fünften OVA-Exposition bei Kontrollmäusen und OVA/Alaun-sensibilisierten BALB/c- oder C57BL/6-Mäusen (n = 14 Kontroll- und 13 allergische BALB/cJ-Mäuse, 6 Kontroll- und allergische C57BL/6J-Mäuse). g, MCPT-1 im Serum 1 Stunde nach der fünften oralen OVA-Provokation (n = 6 Kontroll- und allergische BALB/cJ, 12 Kontroll- und 9 allergische C57BL/6J). h, Anzahl der Chloracetatesterase (CAE)-positiven Zellen im Jejunum nach 5 oralen Provokationen von Kontroll- oder allergischen Mäusen (n = 6 Kontroll- und 11 allergische BALB/cJ, 6 Kontroll- und allergische C57BL/6J). i, Repräsentative Bilder histologischer Schnitte und CAE-Färbung von OVA/Alaun-sensibilisierten Dünndärmen (Jejunum) von C57BL/6 und BALB/c bei 10-facher Vergrößerung und gezoomten Bildern bei 40-fach. Pfeile zeigen CAE-gefärbte Zellen. Maßstabsbalken = 50 µm. Die Grafiken zeigen Mittelwert ± SEM a und ch, zweiseitiger Mann-Whitney-Test, b, 2-Wege-ANOVA mit dem türkischen Mehrfachvergleichstest. Jedes Panel ist repräsentativ für mindestens zwei unabhängige Experimente.

Quelldaten

a, Trinkpräferenz von BALB/c WT und FcεRI KO gegenüber OVA (n = 6 WT und 8 FcεR1 KO Mäuse). b, OVA-spezifisches Serum-IgE in WT- und FcεRI-KO-Mäusen, sensibilisiert mit OVA/Alaun (n = 6 WT- und 9 FceR1-KO-Mäuse). c, Serumspiegel von OVA-spezifischem IgE (n = 3 WT-Kontrolle, 5 WT-Allergiker, 7 IL-4Ra-KO-Kontrolle und Allergiker). d, Zwei-Flaschen-Präferenztest bei Kontrolle und OVA/Alaun-sensibilisiertem BALB/c IL-4Ra KO (n = 3 WT-Kontrolle, 4 WT-Allergiker, 6 IL-4Ra KO-Kontrolle und Allergiker). e, Anzahl der cFos+-Neuronen im AP, NTS, elPBN, CeA und LH der Kontroll- oder OVA/Alaun-sensibilisierten WT und IgE-KO, analysiert 90 Minuten nach der ersten oralen Belastung (n = 4–5 WT- oder IgE-KO-Kontrolle oder allergisch). pro Gruppe). f, Experimentelles Protokoll zur ip-Sensibilisierung gegenüber OVA und Lipopolysaccharid (LPS) in WT- und IgE-KO-C57BL/6-Mäusen. g, kumulative Licks von C57BL/6 WT- (links) oder IgE KO-Mäusen (rechts), die ip mit OVA/LPS sensibilisiert wurden (n = 6 WT und 6 IgE KO). h, Präferenz für OVA-Lösung von Kontrollmäusen (nur LPS) und OVA/LPS-sensibilisierten Mäusen (n = 4 WT-Kontrolle, 5 WT-Allergie, 5 IgE-KO-Kontrolle, 5 IgE-KO-Allergie). i, Gesamtserum-IgE in WT- und IgE-KO-Mäusen, die mit OVA/LPS sensibilisiert wurden (n = 4 WT-Kontrolle, 5 WT-Allergiker, 5 IgE-KO-Kontrolle, 5 IgE-KO-Allergiker). j, Kumulatives Lecken während des Zwei-Flaschen-Präferenztests mit Wasser und einer Lösung, die den Bitterstoff Denatoniumbenzoat enthält, bei C57BL/6-IgE-KO-Mäusen, die mit OVA/Alaun sensibilisiert wurden (n = 5 IgE-KO). k, Häufigkeit von peritonealen (links), intestinalen Mastzellen (Mitte) und Blutbasophilen (rechts) mittels Durchflusszytometrie an d16 von Kontroll-WT- oder Het/Mut-RMB-Mäusen nach 3 Dosen Diphtherietoxin (DT) an den Tagen 0, 2 und 4 (n = 6-7 WT und 5-12 RMB het/mut pro Gruppe). Fehlerbalken zeigen SEM an. *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01, ***p ≤ 0,001. ad und fk, Zweiseitiger Mann-Whitney-Test, e, Zweifaktorielle ANOVA mit Bonferroni-Mehrfachvergleichstest. Jedes Panel ist repräsentativ für mindestens zwei unabhängige Experimente. f, Erstellt mit BioRender.com.

Quelldaten

a, Experimentelles Protokoll zur Entwicklung einer allergischen Darmentzündung. BALB/c WT-Mäuse wurden fünfmal oral mit OVA (5x OVA-Gruppe), einmal am Tag 28 (4x H2O + 1x OVA-Gruppe) oder nur mit IG-Wasser (5x H2O-Gruppe) provoziert. Vor den OVA-Herausforderungen wurden alle Mäuse sc mit OVA und Alaun sensibilisiert. b: Die gastrointestinale Transitzeit wurde am 28. Tag nach der fünften oralen Sondengabe bestimmt (n = 4–5 pro Gruppe). c: Gesamtserum-IgE-Antikörper (links) und OVA-spezifische IgG1-Antikörper (rechts) (n = 5 pro Gruppe). d, Durchflusszytometrie-Analyse von Dünndarmmastzellen aus der Epithelschicht (links) und der Lamina propria (rechts) (n = 5 pro Gruppe). e, Experimentelles Protokoll zur Gehirnaktivierungsanalyse bei allergischen und Kontroll-WT-BALB/c-Mäusen. f, Immunfluoreszenzbilder des Nucleus tractus solitarius (NTS), der Area postrema (AP), der zentralen Amygdala (CeA) und des lateralen äußeren Parabrachialkerns (elPBN) von der Kontrolle (n = 5–6) oder von OVA/Alaun-sensibilisierten Allergikern (n = 3-6) Mäuse mit Anti-cFos-Antikörper, 90 Minuten nach der letzten OVA-Challenge. Maßstabsbalken = 20 µm. g, Anzahl der cFos+-Neuronen im NTS, AP, elPBN und CeA von Kontrollmäusen oder OVA/Alaun-sensibilisierten Mäusen. Die Diagramme zeigen den Mittelwert ± Standardabweichung *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01. Zweiseitiger Mann-Whitney-Test. Jedes Panel ist repräsentativ für mindestens zwei unabhängige Experimente. a,e, Erstellt mit BioRender.com.

Quelldaten

a, Experimentelles Protokoll zur Entwicklung einer allergischen Darmentzündung und systemischen Anaphylaxie. Allergische BALB/c WT- und Wurfgeschwister-IgE-KO-Mäuse wurden mit OVA/Alaun sensibilisiert, während Kontrollmäuse nur Alaun erhielten. Alle Mäuse wurden oral mit OVA herausgefordert. b, Rektaltemperatur im Zeitverlauf (links) und maximale Temperaturschwankung (rechts) nach systemischer OVA-Provokation am Tag 1 (n = 4 WT-Kontrolle und n = 5 Allergiker, IgE-KO-Kontrolle und Allergiker). c, OVA-spezifische IgE- (links) und IgG1-Serumantikörper (rechts) nach fünf oralen Belastungen mit OVA (n = 13–17 pro Gruppe L, n = 5–9 pro Gruppe R). d: Die gastrointestinale Transitzeit wurde am 31. Tag nach der OVA-Provokation bestimmt (n = 7 WT-Kontrollen, 10 WT-Allergiker, 10 IgE-KO-Kontrollen, 8 IgE-KO-Allergiker). e, Systemische Corticosteronspiegel 1 Stunde nach der fünften OVA-Exposition bei Kontrollmäusen und OVA/Alaun-sensibilisierten Mäusen (n = 14 WT-Kontrollen und Allergiker, 5 IgE-KO-Kontrollen und Allergiker). fg, Durchflusszytometrie-Analyse isolierter Dünndarmzellen aus der Epithelschicht (links) und der Lamina propria (Mitte und rechts) (n = 8 WT-Kontrolle und allergisch, 6 IgE-KO-Kontrolle, 5 IgE-KO-allergisch, f) (n = 11 WT-Kontrolle, 13 WT-Allergiker, 10 IgE-KO-Kontrolle, 7 IgE-KO-Allergiker, g). h, Durchflusszytometrie-Analyse enterischer Mastzellen (CD45+ CD19- CD19- CD3- CD11b- CD117int FcεRI+-Zellen) aus dem Dünndarm von OVA/Alaun-sensibilisierten BALB/c WT-Mäusen nach OVA-Provokationen. Die Kontrollen wurden nur mit Alaun sensibilisiert und mit oralem OVA provoziert. Die Diagramme zeigen den Mittelwert ± Standardabweichung *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01, ***p ≤ 0,001. Zweiseitiger Mann-Whitney-Test. Jedes Panel ist repräsentativ für mindestens zwei unabhängige Experimente. a, Erstellt mit BioRender.com.

Quelldaten

ac, e, Trinkpräferenz gegenüber OVA-Lösung durch OVA/Alaun-sensibilisierte WT-BALB/c-Mäuse, denen H1- und H2-Histaminrezeptor-Antagonisten (Loratadin und Famotidin), Serotoninsynthesehemmer (Parachlorphenylalanin), Serotoninrezeptor-3-Antagonist (Ondansetron) und Substanz P verabreicht wurden Rezeptor-NK1-Antagonist (Aprepitant), CGRP-Rezeptor-Inhibitor (BIBN4096), Cyclooxygenase-Inhibitor (Indomethacin) oder ihre jeweiligen Trägerlösungen vor dem Präferenztest (siehe Materialien und Methoden für n für jede Gruppe). d, Präferenz für OVA bei C57BL/6 WT- oder Substanz-P-KO-Mäusen, die oral mit OVA und Choleratoxin sensibilisiert wurden (n = 4 WT-Kontrolle, 5 WT-Allergiker, 6 Substanz-P-KO-Kontrolle, 5 Substanz-P-KO-Allergiker). f, Alox5-Expressionsniveaus in den Epithel- und Lamina-propria-Kompartimenten des Dünndarms von BALB/c-WT- oder IgE-KO-Mäusen, die mit PBS/Alaun (Kontrolle) oder OVA/Alaun (sensibilisiert) sensibilisiert wurden (n = 4 WT-Kontrolle, 5 WT-Allergiker). , 4 IgE KO-Kontrolle, 5 IgE KO-Allergie). g, Vergleich der Genexpression in BALB/c-Darmimmunzellen aus veröffentlichten scRNA-seq-Daten von allergischen Mäusen (Xu et al., Immunity, 2019). h, Faltungsänderung der duodenalen Eicosanoide von allergischen WT- oder LTC4S-KO-Mäusen im Vergleich zum Durchschnitt der Kontroll-WT-Mäuse (links) und Pikomol der nachgewiesenen Leukotriene pro mg Zwölffingerdarmgewebe (rechts), nachgewiesen durch Massenspektrometrie (n = 3 WT-Kontrolle, 5 WT). allergisch, 3 LTC4s KO allergisch). i, Gesamt-OVA-spezifische IgE-Konzentrationen in allergischen WT- oder LTC4S-KO-Mäusen zum Zeitpunkt des Verhaltenstests (n = 6 WT-allergische, 5 LTC4s KO-allergische). j, Gesamt- und OVA-spezifisches IgE bei allergischen WT- oder CysLTR2-KO-Mäusen zum Zeitpunkt des Verhaltenstests (n = 5 WT-Allergiker, 5 CysLTR2-KO-Allergiker). k, Färbung des dorsalen motorischen Kerns des Vagus nach ip-Fluorogold-Injektion bei schein- und vagotomierten BALB/c-Mäusen zur Bestätigung der Effizienz der subdiaphragmatischen Vagotomie. Die Diagramme zeigen den Mittelwert ± Standardabweichung *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01, ***p ≤ 0,001. ae und ij, zweiseitiger Mann-Whitney-Test, fh, einfaktorielle ANOVA mit dem türkischen Mehrfachvergleichstest. Jedes Panel ist repräsentativ für mindestens zwei unabhängige Experimente.

Quelldaten

a, GDF15-Serumspiegel, induziert durch orale (links) (n = 3–8 Kontroll- und 3–10 Allergiker pro Zeitpunkt) oder intravenöse (rechts) (n = 4 Kontroll- und 4 Allergiker pro Zeitpunkt) OVA-Verabreichung bei sensibilisierten BALB/c-Mäusen . bd, Serum-GDF15-Induktion nach oraler Allergenprovokation bei OVA/Alaun-sensibilisierten BALB/c und C57BL/6 (n = 4 C57BL/6J, 9 BALB/cJ)(b), IgE KO (n = 9 WT, 15 IgE KO) (c) oder an Mastzellen erschöpfte RMB-Mäuse (n = 5–8 WT, 5–10 MC Dep-Mäuse pro Zeitpunkt) (d) Mäuse. e, Induktion von Serum-GDF15 bei Kontrollmäusen und sensibilisierten Mäusen nach der Verabreichung des 5-Lipoxygenase-Inhibitors Zileuton während oraler Belastungen mit OVA (n = 5 Kontrollvehikel, 5 allergische Vehikel, 5 Kontrollzileuton, 4 allergisches Zileuton). f, Faltungsänderung der Gdf15-mRNA-Transkripte im Darmgewebe von OVA/Alaun-sensibilisierten BALB/c-Mäusen im Vergleich zu Kontrollgruppen (n = 9 WT-Allergiker, normalisiert auf die durchschnittlichen Transkripte von 7 WT-Kontrollmäusen pro Gewebe). g, Gdf15-mRNA-Transkripte im Zwölffingerdarm (links) und Dickdarm (rechts) bei sensibilisierten Mäusen (n = 7 WT-Kontrolle, 9 WT-Allergiker, 6 IgE-KO-Allergiker, 5 MC-Dep-Allergiker). Die Diagramme zeigen den Mittelwert ± Standardabweichung *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01, ***p ≤ 0,001. ad, zweiseitiger Student-T-Test, e, zweiseitiger Mann-Whitney-Test, g, einfaktorielle ANOVA mit Dunetts Mehrfachvergleichstest. Jedes Panel ist repräsentativ für mindestens zwei unabhängige Experimente.

Quelldaten

a, Fcεr1a (grün), EPCAM (grau) und GDF15 (rot) Transkripte über Darmgewebe in OVA/Alaun-BALB/c-sensibilisierten Mäusen und Kontrollmäusen mittels RNAScope. Maßstabsbalken = 50 µm. bc, Analyse der intestinalen Verteilung von FcεR1-exprimierenden Zellen (b) und GDF15-exprimierenden Zellen (c) von Kontroll- und allergisch sensibilisierten WT- oder IgE-KO-Mäusen (n = 4 WT-Kontrolle, 5 WT-Allergiker, 4 IgE-KO-Allergiker pro Gruppe). Die Quantifizierung erfolgte nach der RNAscope-Technik. d, Kolokalisierungsanalyse von GDF15-exprimierenden Dickdarmzellen und Zellen, die den Epithelzellmarker EPCAM exprimieren, unter Verwendung der Summe aller WT 5-allergischen Mäuse. Die Diagramme zeigen den Mittelwert ± Standardabweichung *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01, ***p ≤ 0,001. Zweifaktorielle ANOVA nach Genotyp/Sensibilisierungsstatus und anatomischer Region. Repräsentativ für zwei unabhängige Experimente.

Quelldaten

a, Kumulatives Lecken von OVA über die Zeit und (b) Gesamtes Lecken von OVA und Wasser bei RMB-Mäusen mit verminderter Mastzellzahl, die mit rGDF15 (mg/kg) aus einem Experiment im Zusammenhang mit Abb. 4e (n = 3 WT-Kontrolle, 5 WT) erneut behandelt wurden allergisch, 4 MC Dep, 6 MC Dep + 0,001 mg/kg, 6 MC Dep + 0,01 mg/kg, 7 MC Dep + 0,1 mg/kg rGDF15). c, BALB/c-Mäuse wurden mit OVA/Alaun sensibilisiert und 5 Stunden vor dem Zwei-Flaschen-Präferenztest mit einem Maus-GDF15-blockierenden Antikörper oder einer Isotypkontrolle behandelt. d, Gesamt-IgE-Antikörper (links), OVA-spezifische IgE-Antikörper (Mitte) und OVA-spezifische IgG1-Antikörper (rechts) nach neutralisierender GDF15-Antikörperbehandlung (n = 11 Isotyp, 10 aGDF15). e, Kumulatives Lecken während des Zwei-Flaschen-Präferenztests von Mäusen mit Isotypkontrolle (links) oder mit GDF15-blockierenden Antikörpern (rechts) (n = 6 Isotyp, 6 aGDF15). f, OVA-Präferenz von OVA/Alaun-sensibilisierten Mäusen, die 5 Stunden vor dem Verhaltenstest entweder einen GDF15-blockierenden Antikörper oder eine Isotypkontrolle erhielten (n = 6 Isotyp, 4 aGDF15). Die Diagramme zeigen den Mittelwert ± Standardabweichung *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01, ***p ≤ 0,001. ab, einfaktorielle ANOVA mit Dunnetts Mehrfachvergleichstest, d, zweiseitiger Student-t-Test, f, zweiseitiger Mann-Whitney-Test. Jedes Panel ist repräsentativ für mindestens zwei unabhängige Experimente. c, Erstellt mit BioRender.com.

Quelldaten

Gating-Strategie für Immunzellpopulationen.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Florsheim, EB, Bachtel, ND, Cullen, JL et al. Die Immunwahrnehmung von Nahrungsmittelallergenen fördert das Vermeidungsverhalten. Natur (2023). https://doi.org/10.1038/s41586-023-06362-4

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Eingegangen: 13. Juni 2022

Angenommen: 22. Juni 2023

Veröffentlicht: 12. Juli 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-023-06362-4

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Natur (2023)

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