Grundierung von Citrullus lanatus var. Colocynthoides-Samen in Algenextrakt verbesserten die Samenkeimung, das Pflanzenwachstum und die Leistung unter Salzbedingungen

Dec 20, 2023

Scientific Reports Band 13, Artikelnummer: 11884 (2023) Diesen Artikel zitieren

163 Zugriffe

Details zu den Metriken

Citrullus lanatus var. Colocynthoide „Gurum“ ist eine unkonventionelle Kulturpflanze, die als neue Speiseölquelle genutzt werden kann und unter verschiedenen rauen Bedingungen wachsen kann. Um die negativen Auswirkungen des Salzgehalts auf die Samenkeimung und die Pflanzenleistung von C. lanatus zu mildern, wurden die Samen vor dem Pflanzen unter Gewächshausbedingungen in den wässrigen Extrakten der Meeresalge Ulva lactuca grundiert. Der wässrige Extrakt von U. lactuca mit 8 % w/v führte zu einem maximalen Samenkeimungsprozentsatz und einem maximalen Keimlingswachstum von C. lanatus. Darüber hinaus wirkte U.-lactuca-Extrakt den negativen Auswirkungen von Salzstress auf die Pflanze entgegen, indem es die Aktivität von SOD, CAT und POD deutlich steigerte. Die bioaktiven Bestandteile von U. lactuca, z. B. Glycinbetain und phenolische Verbindungen, können für die vorteilhafte Rolle des Algenextrakts bei C. lanatus verantwortlich sein. Daher kann die Grundierung von C. lanatus-Samen in U.-lactuca-Extrakt mit verschiedenen Konzentrationen von U.-lactuca-Extrakt als wirksame Methode für eine erfolgreiche Samenkeimung, ein verbessertes Pflanzenwachstum und eine erhöhte Salzresistenz eingesetzt werden, wahrscheinlich als Folge einer erhöhten antioxidativen Enzymaktivität und photosynthetische Pigmente.

Der Salzgehalt ist eines der weit verbreiteten landwirtschaftlichen Probleme auf der ganzen Welt, das die Pflanzenproduktion erheblich einschränken kann1,2. Schätzungen zufolge sind weltweit bis zu 20 % der bewässerten Gebiete in unterschiedlichem Ausmaß vom Salzgehalt betroffen3, während 2,1 % der trockenen Gebiete unter Salzstress leiden, und das Problem verschärft sich4. Salzstress verringert das Pflanzenwachstum, indem er verschiedene physiologische und biochemische Prozesse beeinträchtigt5. Salzgehaltstress verringert die Photosyntheserate mit einer deutlichen Verringerung des Chlorophyllgehalts, was schließlich zu einem geringeren Sonnenblumenertrag führte6. Eine der physiologischen Veränderungen, die auftreten, wenn Pflanzen Stressbedingungen ausgesetzt sind, ist die erhöhte Produktion reaktiver Sauerstoffspezies (ROS)7. Überschüssige Salzionen können gefährliche Auswirkungen wie Ionentoxizität, osmotischen Stress und ein Ernährungsungleichgewicht haben8,9, was letztendlich zu vermindertem Wachstum und Ertrag führt10. Um den Salzstress zu bewältigen, erfahren Pflanzen eine erhöhte Aktivität antioxidativer Enzyme11.

Die Samenkeimung ist eine kritische Entwicklungsphase im Lebenszyklus von Pflanzen12 und ein wesentlicher limitierender Faktor für die Etablierung von Pflanzen unter Salzbedingungen13. Salzstress beeinflusst den Prozentsatz und die Keimrate sowie das anschließende Keimlingswachstum je nach Pflanzenart auf unterschiedliche Weise14. Der Einfluss von Stress, der durch mehr als ein Salz entsteht, auf die Samenkeimung ist weniger schwerwiegend als der, der durch ein einzelnes Salz entsteht15,16. Um die Auswirkungen von Salzstress auf Pflanzenwachstum und -leistung zu überwinden, kann die Samenvorbereitung eine effiziente und wirtschaftliche Technik im frühen Stadium des Pflanzenlebens sein17,18. Beim Seed Priming handelt es sich um einen Prozess, bei dem Samen in verschiedenen Lösungen natürlicher oder synthetischer Verbindungen hydratisiert werden17. Algenextrakte haben eine vorbereitende Wirkung, die die Samenkeimung und das Pflanzenwachstum unter dem Einfluss von Salzgehalt und anderen abiotischen Belastungen steigern kann19,20.

Algen sind reich an biologisch aktiven Bestandteilen, die das Potenzial haben, als Bodenreinigungsmittel, Biodünger und Pflanzenwachstumsförderer verwendet zu werden und bei der Bodenreinigung zu helfen. Düngung und Pflanzenschutzmittel vor biotischen und abiotischen Stressfaktoren20,21,22. Aufgrund ihres reichlichen Gehalts an Biostimulanzien werden Algen aufgrund ihres reichlichen Gehalts an biostimulierenden Chemikalien, der Pflanzenleistung und der Toleranz gegenüber Umweltstress zur Steigerung der Pflanzenleistung und Widerstandsfähigkeit gegenüber Umweltstress eingesetzt23. Aus Meeresalgen gewonnene bioaktive Verbindungen werden seit Kurzem als Biodünger für Nutzpflanzen eingesetzt, um die Größe und den Ertrag landwirtschaftlicher und gartenbaulicher Nutzpflanzen sowie deren Qualität zu steigern und gleichzeitig die Auswirkungen auf die Umwelt zu minimieren24. Algenextrakte enthalten eine Vielzahl von Wachstumshormonen, Polysacchariden sowie Makro- und Mikronährstoffen25. Der Extrakt der Meeresalge Ulva rigida verbessert die Salzstressresistenz und schützt Pflanzen vor oxidativen Schäden durch abiotischen Stress23,26.

Citrullus lanatus var. Colocynthoides (Gurum), Familie Cucurbitaceae, lokal bekannt als Samenwassermelone oder „Gorma“, ist eine vielversprechende Futter- und Ölpflanze in Ägypten. Das Laub der Pflanze wird als Tierfutter verwendet und ihre Samen wurden als alternative Quelle für Pflanzenöl27 und als neue Quelle für hochwertiges Pektin für die kommerzielle Nutzung28 untersucht. Allerdings werden die Samenkeimung und das Pflanzenwachstum von C. lanatus durch den Salzgehalt negativ beeinflusst. Unterdessen birgt der Einsatz synthetischer Chemikalien als Grundierungsmittel für Saatgut unter Stressbedingungen große negative Umweltbedenken. Daher wird diese Arbeit durchgeführt, um die negativen Auswirkungen des Salzgehalts auf die Samenkeimung und das Wachstum von C. lanatus durch Samenvorbereitung in Algenextrakten zu überwinden. In der Studie wurde die Hypothese aufgestellt, dass das Priming von C. lanatus in Extrakten der Meeresalge Ulva lactuca die Samenkeimung und das Pflanzenwachstum unter dem Einfluss des Salzgehalts verbessern könnte, wahrscheinlich durch die Erhöhung des Gehalts an photosynthetischen Pigmenten, Antioxidantien und anderen bioaktiven Bestandteilen.

Wedel von U. lactuca L. wurden im Januar 2021 im Küstengebiet des Roten Meeres in der Nähe von Hurghada, Ägypten, gesammelt und mit Leitungswasser gewaschen, um Salzrückstände oder andere Verunreinigungen zu entfernen. Anschließend wurden die Proben getrocknet und mit einer Wiley-Mühle zu feinem Pulver gemahlen und bis zur Verwendung in Papiertüten bei Raumtemperatur aufbewahrt. Citrullus lanatus var. Colocynthoides-Samen wurden freundlicherweise vom Agricultural Research Center (ARC), Gizeh, Ägypten, zur Verfügung gestellt.

Lösliche Zucker wurden aus U.-lactuca-Wedeln nach der Methode von Upmeyer und Koller29 extrahiert. Um unlösliche Zucker abzuschätzen, wurde der nach der Extraktion löslicher Zucker verbleibende Rückstand durch Rückfluss in 0,2 N H2SO4 in einem kochenden Wasserbad für 1 Stunde und 30 Minuten hydrolysiert. Die Kohlenhydratanteile wurden nach der Anthron-Methode31 bestimmt. Der Lipidgehalt von Meeresalgen wurde geschätzt, indem ein Aliquot von 3 g der pulverisierten Wedel in Petrolether 6 Stunden lang im Soxhlet-System gemäß AOAC40 extrahiert wurde, und die Extraktion wurde unter Verwendung eines Lösungsmittels32 fortgesetzt. Der lösliche Proteingehalt der Alge wurde nach der Methode von Lowry et al.33 bestimmt, während der Gesamtproteingehalt durch Multiplikation des Kjeldahl-Stickstoffgehalts34 mit 6,25 berechnet wurde. Die Bestimmung von Glycinbetain (GB) wurde nach der Methode von Gorham35 durchgeführt. Kurz gesagt, Blattextrakt wurde durch Zerkleinern von 0,5 g Blättern in 5 ml Toluol-Wasser-Gemisch (0,05 % Toluol) hergestellt. Der Inhalt wurde 24 Stunden lang bei 25 °C geschüttelt. Nach der Filtration wurden 0,5 ml des Extrakts mit 1 ml 2 N HCl und 0,1 ml Kaliumtriiodidlösung (enthaltend 7,5 g Jod und 10 g Kaliumiodid in 100 ml 1 N HCl) gemischt und die Mischung eingeschüttelt 90 Minuten lang in ein Eiswasserbad gegeben und dann 2 ml eisgekühltes Wasser zugegeben. Nach leichtem Schütteln wurden 10 ml Dichlormethan (gekühlt bei –10 °C) in die obige Mischung gegossen. Durch 1–2-minütiges Durchleiten eines kontinuierlichen Luftstroms wurden zwei Schichten getrennt, die obere wässrige Schicht wurde verworfen und die Absorption der organischen Schicht wurde bei 365 nm aufgezeichnet. Die GB-Konzentration wurde anhand einer GB-Standardkurve im Bereich von 0–15 mg geschätzt.

Der Nachweis von Sekundärmetaboliten (Flavonoiden, Phenolen, Alkaloiden, Saponinen, Tanninen und Terpenoiden) im wässrigen Extrakt von U. lactuca wurde mit der Methode von Sofowora36 durchgeführt.

Der Phenolgehalt von U. latuca wurde unter Verwendung eines Agilent-1100-HPLC-Systems bestimmt, das mit einer quaternären Gradientenpumpeneinheit, einem Ultraviolettdetektor (UV) bei 320 nm und einer Zorbax Eclipse XDB-C18-Analysesäule (Agilent, USA) mit 150 × ausgestattet war 406 mm, 5 µm Partikelgröße. Die Elution erfolgte mit einer Flussrate von 0,075 ml/min bei 23 °C. Die mobile Phase bestand aus 8 % Acetonitril, 22 % Isopropylalkohol und 70 % Ameisensäurelösung (1 %). Alle gelösten Standards und Proben wurden vor der HPLC-Analyse durch einen 0,22-μm-Spritzenfilter filtriert. Wässrige Algenextrakte wurden 24 Stunden lang bei –20 °C eingefroren, bevor sie in einem Friesentrockner getrocknet wurden, und die Rückstände wurden vor der Injektion in die HPLC in Methanol (HPLC-Qualität) gelöst; das Injektionsvolumen betrug 20 µl. Die Identifizierung phenolischer Verbindungen erfolgte durch Vergleich der relativen Retentionszeiten der Probenpeaks mit denen der Referenzstandards.

Einhundert Gramm U.-lactuca-Pulver wurden durch 24-stündiges Einweichen in 1000 ml destilliertem Wasser und Schütteln mit einem Orbitalschüttler bei 25 °C extrahiert. Die Mischung wurde dann 20 Minuten lang bei 5000 U/min zentrifugiert, um die Rückstände zu entfernen. Der Extrakt wurde durch Whatman-Filterpapier Nr. 4 filtriert und das Endvolumen mit destilliertem Wasser auf 1 l aufgefüllt, um den Stammextrakt (10 % w/v) zu erhalten. Der resultierende Extrakt wurde bis zur Verwendung bei –4 °C gelagert.

Das Experiment wurde im Jahr 2021/2022 an der Fakultät für Naturwissenschaften der Al-Azhar-Universität (Mädchenzweig), Ägypten, durchgeführt. Vor der Aussaat wurden Plastiktöpfe (20 cm Durchmesser und 20 cm Höhe) mit 3 kg einer Ton-Sand-Mischung (1:1) unter Zugabe der empfohlenen Dosierungen Ammoniumsulfat-, Ammoniumnitrat- und Kaliumsulfatdünger gefüllt. Die chemische Analyse der experimentellen Bodenmischung wurde zu Beginn und am Ende des Experiments durchgeführt. Boden-Wasser-Extrakte wurden hergestellt, indem 100 g Erde in 500 ml destilliertem Wasser im Verhältnis 1:5 eingeweicht wurden. Der Bodenextrakt und das Filtrat wurden für die Mineralanalyse verwendet37. Die chemische Analyse des Bodens ergab die folgenden Eigenschaften: pH-Wert (7,82–8,27), EC (0,36–0,56 dS m−1) und Mineralgehalt (meq L−1): Ca2+ (12,455–13,23), Mg2+ (4,165–13,27). , Na+ (26,63–36,44), K+ (2,32–2,62), CO32− (98,86–68,48), HCO3− (779–752), S (2,21–2,42) und Cl− (12,16–15,25) für die Vor- und Bodenproben nach der Kultivierung; die Wasserhaltekapazität betrug bis zu 13,0 %38.

Zwanzig Samen von C. lanatus wurden in jeden Topf gesät und im April gepflanzt, nachdem sie sechs Stunden lang in U.-lactuca-Extrakten in vier Konzentrationen (0, 3, 5 und 8 %) eingeweicht worden waren. Die Töpfe wurden mit vier Salzgehalten (0,100) bewässert , 200 und 300 mM NaCl) alle 7 Tage bis zum Ende des Experiments. Nach dem vollständigen Auflaufen (10 Tage) wurde die Anzahl der Sämlinge gezählt39 und die Sämlinge wurden in den folgenden fünf Tagen nacheinander auf fünf pro Topf ausgedünnt. Die Töpfe wurden in einem randomisierten, kompletten Blockdesign mit drei Wiederholungen im Gewächshaus bei durchschnittlich 34 °C, 16 Stunden Licht und 8 Stunden Dunkelheit angeordnet.

Von jeder Behandlung wurden drei repräsentative Pflanzenproben entnommen, um die Wachstumsmerkmale nach 45 Tagen Wachstum zu messen: Sprosslänge (cm), Wurzellänge (cm) und die Anzahl der Zweige wurden gemessen; Die Blattfläche (cm2) wurde mit einem Blattflächenmessgerät (SYSTRONICS Leaf Area Meter-211) gemessen. Photosynthetische Pigmente (Chlorophyll a [Chl a], Chlorophyll b [Chl b] und Carotinoide [C(x + c)] wurden spektrophotometrisch nach dem von Metzner et al.40 und Abbas41 übernommenen Verfahren quantitativ bestimmt. Ein Aliquot der frischen Blattgewebe (0,5 g) wurde in einem Mörser mit 10 ml 80 %igem Aceton homogenisiert; das Homogenat wurde 15 Minuten lang bei Raumtemperatur mit 3000 U/min zentrifugiert und der Überstand bei 4 °C gelagert. Die Absorption des Extrakts wurde gemessen bei 645, 663 und 480 nm unter Verwendung eines Spektrophotometers (VEB Carl Zeiss). Chlorophyll a, Chlorophyll b und Carotinoide wurden als µg g−1 Blattfrischgewicht unter Verwendung der folgenden Gleichungen bestimmt:

Die Konzentrationen von Chlorophyllen und Carotinoiden wurden in mg g-1 Frischgewicht (FW) des Pflanzenmaterials ausgedrückt.

Ein Aliquot der frischen Blätter (0,5 g) wurde in flüssigem Stickstoff unter Zugabe von 5 ml 0,2 mol L−1 Natriumphosphatpufferlösung (pH 7,8) homogenisiert. Homogenate wurden 20 Minuten lang bei 4 °C zentrifugiert und die Überstände wurden sofort zur Bestimmung der Enzymaktivität verwendet. Der Gesamtgehalt an löslichem Protein der Blätter wurde nach dem Verfahren von Bradford und Williams42 bestimmt. Die Aktivität der Superoxiddismutase (SOD) wurde anhand des Ausmaßes der Hemmung der photochemischen Reduktion von p-Nitroblau-Tetrazoliumchlorid (NBT)43 untersucht. Die Katalase (CAT)-Aktivität wurde anhand der Geschwindigkeit des Verschwindens von H2O2 bestimmt, gemessen durch die Abnahme der Absorption bei 240 nm44. Die Peroxidaseaktivität (POD) wurde aus der Bildungsrate des Guajakol-Dehydrierungsprodukts berechnet und als mmol GDHP min−1 mg−1 Protein ausgedrückt45.

Die Daten wurden einer Zwei-Wege-ANOVA nach Snedecor und Cochran46 unter Verwendung von SPSS Version unterzogen. 26,0 und unter Berücksichtigung von p < 0,05 als signifikantes Niveau. Tukeys HSD wird verwendet, um Unterschiede zwischen Stichprobenmittelwerten auf Signifikanz zu testen. Die Spearman-Korrelation wurde mit Sigmaplot 12.5 durchgeführt, um die Auswirkungen von Algen und Salzgehalt auf die Keimung, das Keimlingswachstum und die Pflanzenleistung zu bewerten.

Alle Versuchsschritte an C. lanatus var. Colocynthoide-Pflanzen, einschließlich der Sammlung von Pflanzenmaterial, entsprechen den relevanten institutionellen, nationalen und internationalen Richtlinien. Die Gewächshausstudien wurden in Übereinstimmung mit den örtlichen Gesetzen und mit Genehmigungen unserer Institute durchgeführt und entsprachen der IUCN-Richtlinienerklärung.

Die Ergebnisse der biochemischen Analysen der Wedel von U. lactuca deuten darauf hin, dass die Algenbiomasse (auf Trockengewichtsbasis) Folgendes enthielt: 0,93 mg g-1 Gesamtkohlenhydrate, 3,01 mg g-1 Lipide und 3,21 mg g-1 Protein, zusätzlich zu nennenswerter Gehalt an Glycinbetain (5,13 mg g−1) und Gesamtphenolen (0,0188 mg g−1). Dieses Ergebnis stimmt mit Latique et al.47 überein, die herausfanden, dass Ulva rigida-Extrakt reich an löslichen Zuckern, Polyphenolen und Proteinen ist, die für die Stimulierung antioxidativer Enzyme notwendig sein könnten. Glycinbetain ist ein osmoregulatorisches Molekül, das es Pflanzenzellen ermöglicht, mit Salzstress umzugehen48.

Der wässrige Extrakt von U. lactuca enthielt einen beträchtlichen Gehalt an Saponinen, Alkaloiden und Tanninen sowie einen hohen Gehalt an Flavonoiden und Phenolen, ihm fehlten jedoch Terpene. Daher könnte der hohe Phenol- und Flavonoidgehalt des U.-lactuca-Extrakts für seine hohe Effizienz bei der Verbesserung von C. lanatus und der Linderung der Auswirkungen von Salzstress verantwortlich sein.

Neun freie Verbindungen wurden im wässrigen Extrakt des U.-lactuca-Extrakts (Tabelle 1) durch Umkehrphasen-Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC) identifiziert. Diese Verbindungen wurden anhand ihrer relativen Retentionszeiten identifiziert. Ascorbinsäure und Cumarsäure machten etwa 48,59 bzw. 36,23 µg g-1 DW aus und waren die beiden Hauptbestandteile im U.-lactuca-Extrakt. Kaffeesäure, Ferulasäure, Protocatechusäure und Pyrogallussäure sowie Resorcin wiesen alle moderate Mengen von 29,3, 19,67, 25,92, 19,72 bzw. 25,3 µg g-1 DW auf. Allerdings wurden Chlorogensäure und Salicylsäure in relativ geringen Mengen von 15,33 bzw. 16,97 % μg g−1 DW nachgewiesen. Es wurde berichtet, dass der methanolische Extrakt aus U. lactuca Phenole, Flavonoide, Alkaloide und Tannine enthält49. Phenole werden als die größte Gruppe identifiziert, die einen stabilisierten elektrolytischen Effekt hervorrufen kann, da die Substanzen in Wasser löslich sind50. Phytohormone, Aminosäuren, Polyphenole, Kohlenhydrate, Alginate, essentielle Makro- und Mikronährstoffe, Betaine und Vitamine gehören zu den physiologisch aktiven Verbindungen in Algenextrakten, die das Pflanzenwachstum und die Pflanzenentwicklung stimulieren28. Klejdus et al.51 und Kovacik et al.52, die eine Vielzahl phenolischer Verbindungen in Algen fanden. Algen sind reich an biologisch aktiven Bestandteilen wie Phenolverbindungen, Polysacchariden, hormonähnlichen Substanzen und Proteinen53.

Abbildung 1 zeigt, dass die Grundierung von C. lanatus-Samen in U.-lactuca-Extrakten die Keimung der Samen deutlich verbesserte und der Anstieg am deutlichsten bei hohem Salzgehalt war. Mit zunehmender Konzentration des Algenextrakts während der Grundierung stieg die Konzentration von 0 auf 0,8 %. Keimungsprozentsatz von C. lanatus-Samen um 24,5 %, 53,9 %, 61,3 % und 66,7 % bei 0,0, 100, 200 bzw. 300 mM NaCl-Salzgehalt. Ein zunehmender NaCl-Salzgehalt verringerte die Samenkeimung und das Ausmaß der Verringerung war je nach Konzentration des Grundalgenextrakts unterschiedlich. Während eine Erhöhung des Salzgehalts von 0 auf 300 mM NaCl in Abwesenheit von Algenextrakt zu einer fortschreitenden Verringerung der Samenkeimung um 20,3 % führte, waren die Verringerungen relativ gering und beliefen sich bei 3 %, 5 % und 8 auf 80,3 %, 65,0 %, 60,0 und 60,0 % % Algenextrakt bzw. Die Keimung in C. lanatus wurde signifikant durch Algenkonzentrationen (F = 44,73, p < 0,000) und Salzkonzentrationen (F = 14,07, p < 0,000) beeinflusst, während es eine Wechselwirkung zwischen Algenkonzentrationen und Salzkonzentrationen (F = 6,25, p < 0,02) (Tabelle 2). Salzstress stellt eine Bedrohung für die Keimung, die Wachstumsparameter und die Photo-/Biosynthesematerialien von C. lanatus dar. Daher können Algenextrakte aus U. lactuca als Grundierungsmethoden zur Förderung der Kultivierung von C. lanatus unter Salzstress eingesetzt werden. Samen werden normalerweise in einer osmotischen Lösung eingeweicht, die es ihnen ermöglicht, Wasser aufzunehmen und die ersten Keimungsstadien zu durchlaufen54. Eine Samenvorbehandlung mit Algenextrakt, der bioaktive Substanzen enthält, kann den Stoffwechselprozess in C. lanatus-Samen unter dem Einfluss von Salzstress stimulieren. Das Voreinweichen der Samen kann die antioxidativen Enzymaktivitäten stimulieren, die eine entscheidende Rolle bei der Resistenz von C. lanatus gegen Salzstress spielen. Die vorteilhafte Wirkung des Algenextrakts auf die Verbesserung des Samenkeimungsprozentsatzes und des anschließenden Pflanzenwachstums von C. lanatus unter dem Einfluss des Salzgehalts kann auf seine Wirkung auf die Permeabilität der Samenoberfläche für Salze und seinen Gehalt an bioaktiven Komponenten im U. lactuca-Extrakt zurückgeführt werden von Glycinbetain und Phenolen sowie Ascorbinsäure könnten möglicherweise zur Linderung von Salzstress beitragen. Daher könnte die Grundierung von C. lanatus-Samen mit U.-lactuca-Extrakt viele physiologische und biochemische Veränderungen hervorrufen, die die Samen dazu anregen können, schneller zu keimen und den Keimungsprozentsatz von C. lanatus zu erhöhen. Algenextrakte steigern die Samenkeimung und das Keimlingswachstum in mehreren Pflanzengewürzen und mildern die Auswirkungen von biotischem Stress55,56,57,58 und die Fruchtproduktion59.

Wirkung des wässrigen Extrakts von U. lactuca (UL) auf die Samenkeimung von C. lanatus. Jeder Spaltenwert ist der Mittelwert von drei/fünf Wiederholungen ± SE. Mittelwerte mit demselben Buchstaben unterscheiden sich nicht signifikant (p < 0,05).

Die Trieblänge, die Wurzellänge, die Anzahl der Zweige und die Blattfläche von C. lanatus nahmen im Vergleich zu den Kontrollen (kein Salz, kein Extrakt) bei der Grundierung mit U.-lactuca-Extrakt unter verschiedenen Natriumchloridkonzentrationen signifikant zu. Abbildung 2 zeigt, dass die Grundierung von C. lanatus-Samen in U.-lactuca-Extrakten bei 0,8 % die C. lanatus-Erkrankung signifikant um 42,25 %, 53,14 %, 70,80 % und 100,0 % (Sprosslänge), 143,90 %, 169,16 %, 210,0 % und 265,38 verbesserte % (Wurzellänge), 100,0 %, 75,0 %, 133,33 % und 300,0 % (Anzahl der Zweige), 87,50 %, 111,11 %, 22,8 % und 140,0 % (Blattfläche) bei 0,0, 100, 200 bei 0,0, 100, 200 bzw. 300 mM NaCl-Salzgehalt. Während ein zunehmender Salzgehalt bei Abwesenheit von Algenextrakt von 0 bis 300 mM NaCl zu einer fortschreitenden Verringerung der Sprosslänge, der Wurzellänge, der Anzahl der Zweige und der Blattfläche um 30,28 %, 36,58 %, 50,0 % und 41,56 % führte. Die Reduzierungen waren relativ gering und betrugen 15,85 %, 20,42 % und 30,2 % (Sprosslänge), 18,53 %, 26,82 % und 36,58 % (Wurzellänge), 0,0 %, 25,0 % und 50,0 % (Anzahl der Zweige). , 29,68 %, 30,78 % und 41,56 % (Blattfläche) bei 3 %, 5 % bzw. 8 % Algenextrakt. Die Merkmale der Sprosslänge bei C. lanatus wurden durch Algenkonzentrationen (F = 27,27, p < 0,000) und Salzkonzentrationen (F = 16,05, p < 0,000) und die Wurzellänge durch Salzkonzentrationen (F = 18,015, p < 0,000) signifikant beeinflusst ), Anzahl der Zweige nach Algenkonzentrationen (F = 6,06,575, p < 0,02) und nach Salzkonzentrationen (F = 5,7, p < 0,00) und Blattflächen nach Algenkonzentrationen (F = 17,54, p < 0,0000) und Salzkonzentrationen (F = 11,64, p < 0,0000) (Abb. 2, Tabelle 2). Der höchste Anstieg der Sprosslänge wurde mit U.-lactuca-Extrakt bei einer Konzentration von 8 % erzielt und erreichte etwa 42,25, 53,14, 70,80 bzw. 100,0 % 0, 100, 200 bzw. 300 mM NaCl. Der größte Anstieg wurde bei 8 % der Wurzellänge erreicht und erreichte etwa 143,9, 169,16, 210,0 und 265,38 % 0, 100, 200 bzw. 300 mM NaCl. Die Verwendung von U.-lactuca-Extrakt in einer Menge von 8 % erhöhte die Gesamtzahl der Zweige pro Pflanze deutlich und ergab etwa 100,0, 75,0, 133,3 bzw. 300,0 % 0, 100, 200 bzw. 300 mM NaCl. Die Blattfläche nahm durch die Anwendung von U.-lactuca-Extrakt deutlich zu, und die höchste Steigerung wurde bei 8 % Algenextrakt erreicht, was etwa 87,5, 111,1, 122,8 und 186,1 % ergab, wobei alle NaCl-Werte 0,100, 200 und 300 mM betrugen. jeweils.

Wirkung des wässrigen Extrakts von U. lactuca (UL) auf das Wachstum von C. lanatus. (A) Trieblänge, (B) Wurzellänge, (C) Anzahl der Zweige, (D) Blattfläche. Jeder Spaltenwert ist der Mittelwert von drei/fünf Wiederholungen ± SE. Mittelwerte mit demselben Buchstaben unterscheiden sich nicht signifikant (p < 0,05).

Die Grundierung von C. lanatus-Samen in wässrigem U.-lactuca-Extrakt verbesserte das Pflanzenwachstum und die photosynthetischen Pigmente deutlich unter dem Einfluss des Salzgehalts. Es wurde berichtet, dass die Trieblänge, die Wurzellänge und die Blattfläche sowie der Gehalt an photosynthetischen Pigmenten in den versalzenen Pflanzen als Reaktion auf das vorherige Einweichen der Samen in Ulva-fasciata-Extrakt zunehmen60,61. Die wohltuende Wirkung von vorbereiteten Kirschtomatensamen im Ulva-flexuosa-Extrakt könnte auf die hohe Konzentration an Glycinbetain im Algenextrakt zurückgeführt werden62. Zur Untermauerung dieser Behauptung erhöhte die exogene Anwendung von Glycinbetain die Pflanzenhöhe und die Anzahl der Blätter von Dalbergia odorifera-Sämlingen bei leichtem und starkem Salzgehalt erheblich63.

Die Auswirkungen des Salzgehalts und des Algen-Primings auf die photosynthetischen Blattpigmente von C. lanatus waren erheblich (Tabelle 3), mit einem relativ stärkeren Effekt des Salzgehalts als dem Algen-Priming und einer sehr hochsignifikanten Wechselwirkung, mit Ausnahme der nicht signifikanten Wechselwirkung auf den Carotinoidgehalt. Der Gehalt an Chlorophyll a, Chlorophyll b und Carotinoiden stieg schrittweise durch Erhöhung der Konzentration des U.-lactuca-Extrakts an. Der Anstieg von Chlorophyll a, Chlorophyll b und Carotinoiden betrug bei 8 % wässrigem Algenextrakt 469 %, 918 % bzw. 961 % über der unbehandelten Kontrolle (Abb. 3). Unsere Ergebnisse stimmen mit Ahmed et al.64 überein, die herausfanden, dass der Gehalt an Chlorophyll a und b sowie Carotinoiden in Baumwollblättern durch Algenextrakt im Vergleich zur Kontrolle deutlich verbessert wurde. Die Anwendung von U. rigida-Extrakt auf Weizenpflanzen unter Salzstressbedingungen führte zu einem signifikanten Anstieg von Gesamt-Chl (T-Chl), Chl-a und Chl-b65,78. Blattpigmente sind ein wichtiges physiologisches Merkmal, das in direktem Zusammenhang mit dem Photosyntheseprozess unter verschiedenen Umweltbedingungen steht66. Dieser Anstieg des Chlorophyllgehalts könnte auf den Schutz des Chlorophylls vor dem Abbau zurückzuführen sein, der möglicherweise auf Betaine im Algenextrakt zurückzuführen ist67. Algenextrakte können aufgrund ihres hohen Mineralstoffgehalts, insbesondere Magnesium, die Chlorophyll- und Carotinoidkonzentration in den Blättern erhöhen68. Die Anwendung von Extrakten aus Chlorella liposies und Spirolina maxima auf Weizenpflanzen unter Salzstress führte zu einem signifikanten Anstieg des Gehalts an Chl-a und Chl-b69,70,71. Die Anwendung von Ulva-fasciata-Extrakten steigerte die Produktion von Vigna sinensis und Zea mays sowie photosynthetischen Pigmenten unter Salzstressbedingungen erheblich72.

(a–c) Photosynthetische Pigmente (mg g−1 FW) von C. lanatus (UL), die durch unterschiedliche Algenextraktkonzentrationen beeinflusst werden. Mittelwerte mit demselben Buchstaben unterscheiden sich nicht signifikant voneinander (p 0,05 ANOVA).

Die Ergebnisse in Abb. 4a–c zeigten, dass der Algenextrakt in Konzentrationen von 3 %, 5 % und 8 % die SOD-, CAT- und POD-Aktivitäten unter den getesteten Salzgehalten signifikant induzierte. Die maximale Aktivität von SOD, CAT und POD wurde bei 8 % Algenextrakt mit 10,23, 8,08 bzw. 22,5 µg-1 Protein aufgezeichnet. Die steigenden Werte bei 8 % Algenextrakt betrugen 98,51, 84,63, 86,59 und 78,85 % (SOD), 191,64, 131,01, 58,43 und 39,39 % (CAT) und 68,62, 51,0, 36,94 und 34,71 % (POD), in NaCl-Gehalten von 0,100, 200 bzw. 300 mM im Vergleich zur Kontrolle. Die SOD-Aktivität von C. lanatus wurde signifikant durch Algenkonzentrationen (F = 6,22, p < 0,02) und Salzkonzentrationen (F = 11,51, p < 0,000) beeinflusst, während es eine Wechselwirkung zwischen Algenkonzentrationen und Salzkonzentrationen (F =) gab 5,83, p < 0,000). Der CAT wurde signifikant durch Algenkonzentrationen (F = 66,99, p < 0,00) und Salzkonzentrationen (F = 61,30, p < 0,000) beeinflusst, und es gab eine signifikante Wechselwirkung zwischen Algenkonzentrationen und Salzkonzentrationen (F = 22,28, p < 0,000). ). Die POX wurde signifikant durch Algenkonzentrationen (F = 185,04, p < 0,00) und Salzkonzentrationen (F = 64,63, p < 0,000) beeinflusst, und es gab eine signifikante Wechselwirkung zwischen Algen- und Salzkonzentrationen (F = 36,29, p < 0,000). (Tisch 3). Der Algenextrakt könnte die Aktivität von SOD, CAT und POD in C. lanatus steigern und gleichzeitig die Salztoleranz verbessern, was die Pflanzenentwicklung unter Stressbedingungen fördert. Die Salztoleranz ist stark mit einer erhöhten antioxidativen Enzymaktivität sowie einem hohen Gehalt an nicht-enzymatischen Antioxidantien verbunden73. Über die Rolle antioxidativer Enzyme bei der Salzresistenz wurde bei vielen Pflanzenarten (Arabidopsis, Gerste, Erbse und Tabak) berichtet74,75,76. Makroalgen gelten als reichhaltige Quelle für Antioxidantien77. Der Algenextrakt von U. rigida wirkt den schädlichen Auswirkungen von abiotischem Stress entgegen, indem er die Aktivität antioxidativer Enzyme erhöht78. Ulva rigida-Extrakt führte zu einer deutlichen Steigerung der antioxidativen Enzymaktivität in salzgestressten Weizenpflanzen79. Superoxiddismutase (SOD) ist das erste Enzym, das gegen reaktive Sauerstoffspezies wirkt80. Bei Weizenpflanzen, die unter Salzstressbedingungen mit 25 % U. rigida-Extrakt behandelt wurden, wurde eine signifikante Steigerung der Katalase- (CAT) und Superoxiddismutase- (SOD) Aktivitäten beobachtet81. Es wird behauptet, dass Superoxiddismutase, Katalase und Peroxidasen sowie Ascorbatperoxidase Pflanzen vor den schädlichen Auswirkungen reaktiver Sauerstoffspezies schützen82,83. Der Gehalt an löslichen Zuckern, Polyphenolen und Proteinen im Fucus spiralis-Extrakt könnte für die erhöhte Salzresistenz von Hartweizen verantwortlich sein, wahrscheinlich durch die Stimulierung antioxidativer Enzyme47.

(a–c) Superoxiddismutase (SOD), Katalase (CAT) und Peroxidase (POD) (µ mg−1 Protein) von C. lanatus, beeinflusst durch unterschiedliche Algenextraktkonzentrationen (UL). Mittelwerte mit demselben Buchstaben unterscheiden sich nicht signifikant voneinander (p 0,05 ANOVA).

Darüber hinaus korrelierten Keimungs- und Wachstumsmerkmale positiv mit der Enzymaktivität und den Pigmenten (Tabelle 4). Sprosslänge, Wurzellänge und Keimung waren mit Chlorophyll (b) assoziiert und korrelierten positiv mit 0,984, 0,984 bzw. 0,943. Die Anzahl der Zweige und die Blattfläche korrelierten mit 0,985 bzw. 0,996 positiv mit den Carotinoiden. Sprosslänge, Wurzellänge, Anzahl der Zweige und Blattfläche verzeichneten mit 0,924, 0,895, 0,881 bzw. 0,887 die stärkste Korrelation mit dem CAT-Enzym. Bei der Keimung wurde eine positive Korrelation mit SOD-, CAT- und POD-Enzymen um 0,697, 0,826 bzw. 0,780 festgestellt. Das Vorbereiten der Samen steigert die Stoffwechselaktivitäten vor der Keimung, erhöht die Aktivität des antioxidativen Systems und beschleunigt die Membranreparatur84. Die fördernde Grundwirkung von Algenextrakten auf das Pflanzenwachstum kann zur Versorgung der Pflanzen mit Nährstoffen aus dem Boden beitragen85. Einige dieser Elemente stehen in direktem Zusammenhang mit Blattpigmenten oder katalysieren einen physiologischen Prozess, der zur Förderung der Produktion biochemischer Ersatzstoffe führt86. Algenextrakte verstärkten die biochemischen Bestandteile in Nutzpflanzen87. Algenextrakte können verschiedene physiologische und biochemische Mechanismen verstärken, um die Salztoleranz von Pflanzen zu verbessern60. Algenextrakt aus U. rigida kann die Salzstresstoleranz erhöhen und Weizenpflanzen vor oxidativem Verfall schützen88. Makroalgen könnten die Salztoleranz von Pflanzen durch die zunehmende Menge antioxidativer Verbindungen, Verbindungen wie Ascorbinsäure und Polyphenole, verbessern, die für die Stimulierung antioxidativer Enzyme notwendig sein könnten47. Algenextrakte können die Auswirkungen von Salzstress lindern, indem sie Stoffwechselwege aktivieren, die zur Förderung von Pflanzenwachstum und Ertrag beitragen89. Die Verbesserung der Pflanzensalzresistenz war mit einer Steigerung der Wassernutzungseffizienz, der Photosyntheseaktivität, der Phenolverbindungen und der ROS-Fängeraktivität verbunden. Glycinbetain ist an der Linderung von Salzstress in Pflanzen durch osmotische Anpassung und ROS-Abfang beteiligt90. Ulva rigida-Extrakt ist reich an Glycinbetain, das den Verlust der photosynthetischen Aktivität verzögert, indem es den Chlorophyllabbau hemmt67. Die exogene Anwendung von Glycinbetain erhöhte die Pflanzenhöhe und die Anzahl der Blätter von Dalbergia odorifera unter leichten und starken Salzstressbedingungen deutlich63. Daraus konnte geschlossen werden, dass der wässrige Extrakt der Meeresalge U. lactuca aufgrund ihres Gehalts an bioaktiven Komponenten und biochemischen Parametern, die sie stimulieren könnten, die Samenkeimungsrate, das Pflanzenwachstum, die photosynthetischen Pigmente und die Leistung von C. lanatus unter Salzstressbedingungen steigern kann die Toleranzreaktion von C. lanatus gegenüber biotischem Salzstress. Daher empfahl diese Studie den Züchtern, Algenextrakt als wirksame Samenvorbereitungstechnik zu verwenden, um die Keimung und das Wachstum von C. lanatus zu fördern. Dies ist unter Salzstressbedingungen eine wirksame Methode zur Steigerung der Pflanzenproduktivität.

Die während der aktuellen Studie verwendeten Datensätze sind auf begründete Anfrage beim jeweiligen Autor erhältlich.

Liu, J., Wissenschaft. Welt J. 2014, 1–7. https://doi.org/10.1155/2014/532713 (2014).

Artikel CAS Google Scholar

Li, W. et al. Eine Methode zur Bewertung der Salztoleranz bei Sonnenblumen (Helianthus annuus L.) im Stadium der Samenkeimung. Wissenschaft. Rep. 10, 10626. https://doi.org/10.1038/s41598-020-67210-3 (2020).

Artikel ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Mostafazadeh-Fard, B., Heidarpour, M., Aghakhani, QA & Feizi, M. Einfluss des Salzgehalts und der Auswaschung des Bewässerungswassers auf die chemischen Eigenschaften des Bodens in einer trockenen Region. Int. J. Agrar. Biol. 3, 166–469 (2007).

Google Scholar

Rajabi Dehnavi, A., Zahedi, M., Ludwiczak, A., Cardenas, PS & Piernik, A. Einfluss des Salzgehalts auf die Samenkeimung und die Keimlingsentwicklung von Sorghum-Genotypen (Sorghum bicolor (L.) Moench). Agronomy 10, 859. https://doi.org/10.3390/agronomy10060859 (2020).

Artikel CAS Google Scholar

Wu, G. et al. Vergleichende ökophysiologische Untersuchung des Salzstresses für wilde und kultivierte Sojabohnenarten aus dem Delta des Gelben Flusses, China. Wissenschaft. Welt J. 20, 1–13. https://doi.org/10.1155/2014/651745 (2014).

Artikel CAS Google Scholar

Amin, MA et al. Die Wirksamkeit von aus Pilzen hergestellten Selen-Nanopartikeln zur Verbesserung der Wachstumsleistung von Helianthus annuus L. und zur Bekämpfung des Eulenfalters Agrotis ipsilon. Katalysatoren 11, 1551. https://doi.org/10.3390/catal11121551 (2021).

Artikel CAS Google Scholar

Dioniso-Sese, ML & Tobita, S. Antioxidative Reaktionen von Reiskeimlingen auf Salzstress. Pflanzenwissenschaft. 135, 1–9. https://doi.org/10.1016/S0168-9452(98)00025-9 (1998).

Artikel Google Scholar

Munns, R. Vergleichende Physiologie von Salz- und Wasserstress. Pflanzenzellumgebung. 25, 239–250 (2002).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Poustini, K. & Siosemardeh, A. Ionenverteilung in Weizensorten als Reaktion auf Salzstress. Feldfruchtres. 85(2), 125–133 (2004).

Artikel Google Scholar

Ashraf, M. & Ali, Q. Relative Membranpermeabilität und Aktivitäten einiger antioxidativer Enzyme als Schlüsselfaktoren für die Salztoleranz bei Raps (Brassica napus L.). Umgebung. Exp. Bot. 63, 266–273. https://doi.org/10.1016/j.envexpbot.2007.11.008 (2008).

Artikel CAS Google Scholar

Motylevam, SE, Vlasova, NK, Gins, M. & Gins, V. Morphologische und anatomische Charakterisierung von Actinidia kolomikta Rupr. & Maxim. Maxime. (C3) und Amaranthus tricolor L. (C4) Blätter. Agron. Res. 20(2), 341–356 (2022).

Google Scholar

Saberali, SF & Moradi, M. Einfluss des Salzgehalts auf die Keimung und das Keimlingswachstum von Trigonella foenum-graecum, Dracocephalum moldavica, Satureja hortensis und Anethum Graveolens. J. Saudi Soc. Landwirtschaft. Wissen 18(3), 316–323 (2019).

Google Scholar

Besma, BD & Mounir, D. Biochemische und mineralische Reaktionen von Okra-Samen (Abelmoschus esculentus L. Sorte Marsaouia) auf Salz und thermische Belastungen. J. Agron. 9(2), 29–37. https://doi.org/10.3923/ja.2010.29.37 (2010).

Artikel Google Scholar

Tian, ​​Y., Guan, B., Zhou, D., Yu, LJ & Lou, Y. Reaktionen der Samenkeimung, des Keimlingswachstums und der Samenertragsmerkmale auf die Samenvorbehandlung bei Mais (Zea mays L.). Wissenschaft. Welt J. https://doi.org/10.1155/2014/834630 (2014).

Artikel Google Scholar

Tobe, K., Li, X. & Omasa, K. Auswirkungen von fünf verschiedenen Salzen auf die Samenkeimung und das Keimlingswachstum von Haloxylon ammodendron (Chenopodiaceae). Saatgutwissenschaft. Res. 14, 345–353. https://doi.org/10.1079/SSR2004188 (2004).

Artikel CAS Google Scholar

Orlovsky, NS, Japakova, UN, Shulgina, I. & Volis, S. Vergleichende Untersuchung der Samenkeimung und des Samenwachstums von Kochia prostrata und Kochia scoparia (Chenopodiaceae) unter Salzgehalt. J. Arid Environ. 75, 532–537. https://doi.org/10.1016/j.jaridenv.2011.01.014 (2011).

Artikel ADS Google Scholar

Jisha, KC, Vijayakumari, K. & Puthur, JT Samenvorbereitung für abiotische Stresstoleranz: Ein Überblick. Acta Physiol. Anlage. 35, 1381–1396. https://doi.org/10.1007/s11738-012-1186-5 (2013).

Artikel Google Scholar

Ibrahim, EA Samenvorbereitung zur Linderung des Salzgehaltstresses bei keimenden Samen. J. Pflanzenphysiologie. 192, 38–46. https://doi.org/10.1016/j.jplph.2015.12.011 (2016).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

El-Sheekh, MM & El-Saied A.,. Wirkung von Rohalgenextrakten auf die Samenkeimung, das Keimlingswachstum und einige Stoffwechselprozesse von Vicia faba L.. Cytobios 101, 23–33 (2000).

CAS PubMed Google Scholar

Górka, B., Korzeniowska, K., Lipok, J. & Wieczorek, PP Die Biomasse von Algen und Algenextrakten in der landwirtschaftlichen Produktion. In Algae Biomass: Characteristics and Applications 103–114 (Springer, 2018).

Kapitel Google Scholar

Ronga, D. et al. Mikroalgen-Biostimulanzien und Biodünger im Pflanzenbau. Agronomie 9, 192 (2019).

Artikel CAS Google Scholar

Jafarlou, MB, Pilehvar, B., Modarresi, M. & Mohammadi, M. Leistung von Algenextrakten als Grundierung für die Verbesserung der Samenkeimungsindizes und der Salztoleranz bei Calotropis procera (Aiton) WT. Iran J. Sci. Technol. Trans. Wissenschaft. https://doi.org/10.1007/s40995-021-01071-x (2021).

Artikel Google Scholar

Sharma, HS, Fleming, C., Selby, C., Rao, JR & Martin, T. Pflanzenbiostimulanzien: Ein Überblick über die Verarbeitung von Makroalgen und die Verwendung von Extrakten für den Pflanzenbau zur Reduzierung abiotischer und biotischer Belastungen. J. Appl. Phykol. 26, 465–490 (2014).

Artikel CAS Google Scholar

Reddy, CA & Saravana, RS Polymikrobieller multifunktionaler Ansatz zur Steigerung der Pflanzenproduktivität. In Advances in Applied Microbiology, Bd. 82 (Hrsg. Sariaslani, S. & Gadd, GM) 53–113 (Academic Press, 2013).

Google Scholar

Craigie, JS Reize des Meeresalgenextrakts in der Pflanzenwissenschaft und Landwirtschaft. J. Appl. Phykol. 23, 371–393. https://doi.org/10.1007/s10811-010-9560-4 (2011).

Artikel CAS Google Scholar

Gharib, F., Zeid, IM, Salem, O. & Ahmed, EZ Auswirkungen von Sargassum latifolium-Extrakt auf Wachstum, Ölgehalt und enzymatische Aktivitäten von Rosmarinpflanzen unter Salzstress. J. Life Sci. 11, 933–994 (2014).

Google Scholar

Ziyada, AK & Elhussien, SA Physikalische und chemische Eigenschaften von CitrulluslanatusVar Colocynthoide-Samenöl. J. Phys. Wissenschaft. 19(2), 69–75 (2008).

CAS Google Scholar

Mahmoud, SH, Salama, DM, El-Tanahy, AMM & Abd El-Samad, EH Verwendung von Algenextrakt (Sargassum vulgare) zur Verbesserung von Wachstum, Ertrag und Ernährungsqualität von Rotrettichpflanzen. Ann. Landwirtschaft. Wissenschaft. 64, 167–175. https://doi.org/10.1016/j.aoas.2019.11.002 (2019).

Artikel Google Scholar

Upmeyer, DJ & Koller, HR Tagestrends der Netto-Photosyntheserate und des Kohlenhydratgehalts von Sojabohnenblättern. Pflanzenphysiologie. 51, 871–874. https://doi.org/10.1104/pp.51.5.871 (1973).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Streeter, JG & Jeffers, DL Verteilung der gesamten nichtstrukturellen Kohlenhydrate in Sojabohnenpflanzen mit erhöhter Reproduktionsbelastung. Crop Sci. 19, 729–734 (1979).

Artikel Google Scholar

Hedge, JE & Hofreiter, BT Methods. In Carbohydrate Chemistry, ***Vol 17 (Hrsg. Whistler, RL & BeMiller, JN) 420 (Academic Press, 1962).

Google Scholar

Offizielle Analysemethoden der AOAC. Association of Official Analytical Chemists 16. Aufl. (K Hlrich, 1995).

Google Scholar

Cunniff, P. & Washington, DC Offizielle Analysemethoden von AOAC International. J. AOAC Int. 80, 127A (1997).

Google Scholar

Lowry, OH, Rosenbrough, NJ, Farr, AL & Randall, RJ Proteinmessung mit dem Folin-Phenol-Reagenz. J. Biol. Chem. 193, 265–275 (1951).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

James, CS Analytical Chemistry of Foods 178 (Blackie Academie, 1995).

Buchen Sie Google Scholar

Gorham, J. Trennung pflanzlicher Betaine und ihrer Schwefelanaloga durch Kationenaustausch-Hochleistungsflüssigkeitschromatographie. J. Chromatogr. A 287, 345–351 (1984).

Artikel CAS Google Scholar

Sofowora, A. Heilpflanzen und traditionelle Medizin in Afrika. Screening Plants for Bioactive Agents 2. Auflage, 134–156 (Spectrum Books Ltd., 1993).

Google Scholar

ISTA. Internationale Regeln für die Saatgutprüfung. Saatgutwissenschaft. Technol. 27, 1–333 (1999).

Google Scholar

Mohamed, K. Mögliche Verwendung von Citrullus lanatus var. Colocynthoides-Abfälle als neuartige Pektinquelle. J. Lebensmittelwissenschaft. Technol. 52, 2401–2407 (2015).

Artikel Google Scholar

Metzner, H., Rau, H. & Senger, H. Untersuchungen zur Synchronisierbakeit einzelner Pigmentmangel-Mutanten von Chlorella. Planta 65, 186–194 (1965).

Artikel CAS Google Scholar

Abbas, SM Auswirkungen von niedriger Temperatur und Selenanwendung auf das Wachstum und die physiologischen Veränderungen bei Sorghumsämlingen. J. Stress Physiol. Biochem. 8, 269–286 (2012).

Google Scholar

Bradford, MM & Williams, WL Neue, schnelle und empfindliche Methode zur Proteinbestimmung. Gefüttert. Proz. 35, 274 (1976).

Google Scholar

Zhang, S., Gan, Y. & Xu, B. Die Anwendung des pflanzenwachstumsfördernden Pilzes Trichoderma longibrachiatum T6 erhöht die Toleranz von Weizen gegenüber Salzstress durch Verbesserung des antioxidativen Abwehrsystems und der Genexpression. Vorderseite. Pflanzenwissenschaft. 7, 1405. https://doi.org/10.3389/fpls.2016.01405 (2016).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Li, Y. et al. Mechanismen von Toleranzunterschieden bei Gurkensämlingen, die auf Wurzelstöcke mit unterschiedlicher Toleranz gegenüber niedrigen Temperaturen und schwachem Lichtstress gepfropft sind. Türke. J. Bot. 39, 1–9. https://doi.org/10.3906/bot-1404-115 (2015).

Artikel CAS Google Scholar

Bałabusta, M., Szafranska, K. & Posmyk, MM Exogenes Melatonin verbessert die antioxidative Abwehr in Gurkensamen (Cucumis sativus L.), die unter Kältestress gekeimt sind. Vorderseite. Pflanzenwissenschaft. 7, 575. https://doi.org/10.3389/fpls.2016.00575 (2016).

Artikel Google Scholar

Snedecor, GW & Cochran, WG Statistical Methods, 2. Auflage, 7. Auflage. (Iowa State University Press, 1982).

Google Scholar

Latique, S., Mohamed, AE, Halima, C., Chérif, H. & Mimoun, EK Linderung von Salzstress bei Hartweizensämlingen (Triticum durum L.) durch die Anwendung flüssiger Algenextrakte von Fucus spiralis. Komm. Bodenwissenschaft. Pflanze Anal. 48(21), 2582–2593 (2017).

Artikel CAS Google Scholar

Sakamoto, A. & Murata, N. Die Rolle von Glycinbetain beim Schutz von Pflanzen vor Stress: Hinweise aus transgenen Pflanzen. Pflanzenzellumgebung. 25(2), 163–171. https://doi.org/10.1046/j.0016-8025.2001.00790.x (2002).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Morsy, GMT, Elsayed, K., Entesar, AM & Rawhya, A. Phytochemisches Screening auf antibakterielle Verbindungen einiger Algen aus dem Küstengebiet von Abo-Qir, Alexandria, Ägypten. Ägypten. J. Phycol. 19, 47–57 (2018).

Artikel Google Scholar

Ahmad, P., Azooz, MM & Prasad, MNV Ökophysiologie und Reaktionen von Pflanzen unter Salzstress 283–314 (Springer, 2013).

Buchen Sie Google Scholar

Klejdus, B., Lojková, L., Plaza, M., Snóblová, M. & Stěrbová, D. Getrennte Technik zur Extraktion und Bestimmung von Isoflavonen in Algen: Ultraschallunterstützte überkritische Flüssigkeitsextraktion, gefolgt von schneller Chromatographie mit Tandem-Massenspektrometrie . J. Chromatogr. A 1217(51), 7956–7965. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2010.07.020 (2010).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Kovacik, J., Gruz, J., Backor, M., Strnad, M. & Repcak, M. Salicylsäure-induzierte Veränderungen des Wachstums und des Phenolstoffwechsels in Matricaria chamomilla-Pflanzen. Plant Cell Rep. 28, 135–143. https://doi.org/10.1007/s00299-008-0627-5 (2009).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Chiaiese, P., Corrado, G., Colla, G., Kyriacou, MC & Rouphael, Y. Erneuerbare Quellen der pflanzlichen Biostimulation: Mikroalgen als nachhaltiges Mittel zur Verbesserung der Pflanzenleistung. Vorderseite. Pflanzenwissenschaft. 9(3), 1782. https://doi.org/10.3389/fpls.2018.01782 (2018).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Heydecker, W. Keimung einer Idee: Die Vorbereitung der Samen. University of Nottingham, School of Agriculture Rep. 1973/74 http://www.jstor.org/stable/4034044 (1973).

Mohan, VR, Venkataraman, K., Murgeswari, R. & Muthusamy, S. Wirkung von rohem und kommerziellem Algenextrakt auf die Samenkeimung und das Keimlingswachstum in Cajanus Cajan L.. Phykos 33, 47–51 (1994).

Google Scholar

Gencer, OAH Wirkung von Algenextrakt Ascophyllum nodosum und Algensuspension Durvilla Potatorum auf die morphologischen und technologischen Eigenschaften von Baumwolle Gossypium hirsutum L. Proc FAO-IRCRNC; Baumwollernährungs- und Wachstumsregulatoren, S. 177–182, Kairo, Ägypten (1997).

Calvo, P., Nelson, L. & Kloepper, JW Landwirtschaftliche Verwendung pflanzlicher Biostimulanzien. Pflanzenerde 383, 3–41. https://doi.org/10.1007/s11104-014-2131-8 (2014).

Artikel CAS Google Scholar

Mansori, M. et al. Wirkung von Algenextrakt (Ulva rigida) auf die Wasserdefizittoleranz von Salvia officinalis L.. J. Appl. Phykol. 28, 1363–1370 (2016).

Artikel CAS Google Scholar

Mehta, PM, Mini, SN & Gajaria, SC Einfluss von Extrakten höherer Pflanzen und Algen auf Keimung, Keimlingswachstum und oxidierende Enzyme von Reiskeimlingen. Adv. Pflanzenwissenschaft. 12, 567–572 (1999).

Google Scholar

Khan, W. et al. Algenextrakte als Biostimulanzien für Pflanzenwachstum und -entwicklung. J. Pflanzenwachstumsreg. 28, 386–399. https://doi.org/10.1007/s00344-009-9103-x (2009).

Artikel CAS Google Scholar

Salah El Din, RA, Elbakry, AA, Ghazi, SM & Abdel Hamid, OM Wirkung von Algenextrakt auf das Wachstum und den Ertrag von Ackerbohnen (Vicia faba L.). Ägypten. J. Phycol. 9(1), 25–38 (2008).

Artikel Google Scholar

Chanthini, KMP et al. Nachhaltige agronomische Strategien zur Steigerung des Ertrags und der Nährwertqualität von Wildtomaten, Solanum lycopersicum (l) var Cerasiforme Mill. Agronomie 9, 1–22. https://doi.org/10.3390/agronomy9060311 (2019).

Artikel CAS Google Scholar

Cisse, EHM et al. Glycinbetain übertrifft Melatonin und verbessert die Salztoleranz bei Dalbergia odorifera. Vorderseite. Pflanzenwissenschaft. 12, 1–12. https://doi.org/10.3389/fpls.2021.588847 (2021).

Artikel Google Scholar

Ahmed, HSA, Hussein, MHA, El-Said, GAE & El-Syed, HAM Einfluss der Anbaufläche auf Ertragsmerkmale, Faser- und Garneigenschaften in ägyptischen Baumwollgenotypen durch Verwendung von Biodünger-Impfung, Wurmkompost und Algenextrakt. J. Plant Prod. Mansoura Univ. 12, 1087–1100. https://doi.org/10.21608/JPP.2021.98337.1065 (2021).

Artikel Google Scholar

Iyengar, ER & Reddy, MP Photosynthese in Pflanzen mit hoher Salztoleranz. In Handbook of Photosynthesize (Hrsg. Pesserkali, M.) 897–909 (Marschall Dekar, 1996).

Google Scholar

Badawy, AA, Abdelfattah, NAH, Salem, SS, Awad, MF & Fouda, A. Wirksamkeitsbewertung von biosynthetisierten Kupferoxid-Nanopartikeln (Cuo-NPs) auf gelagerte Getreideinsekten und ihre Auswirkungen auf morphologische und physiologische Merkmale von Weizen (Triticum aestivum L .). Pflanzenbiol. (Basel) 10, 233. https://doi.org/10.3390/biology10030233 (2021).

Artikel CAS Google Scholar

Whapham, CA, Blunden, G., Jenkins, T. & Hankins, SD Bedeutung von Betainen für den erhöhten Chlorophyllgehalt von Pflanzen, die mit Algenextrakt behandelt wurden. J. Appl. Phykol. 5, 231 (1993).

Artikel CAS Google Scholar

Mohy El-Din, SM Verwendung von Algenextrakten als Biodünger zur Stimulierung des Wachstums von Weizenkeimlingen. Ägypten J. Exp. Biol. 11, 31–39 (2015).

Google Scholar

Raupp, J. & Oltmanns, M. Hofdünger, pflanzliche organische Düngemittel, anorganischer Dünger – der die organische Substanz des Bodens am besten erhält. Asp. Appl. Biol. 79, 273–276 (2006).

Google Scholar

Yassen, AA, Badran, NM & Zaghloul, SM Rolle einiger organischer Rückstände als Hilfsmittel zur Reduzierung der Metallgefahr in Anlagen. Welt J. Agrar. Wissenschaft. 3(2), 204–209 (2007).

Google Scholar

Abd El-Baky, A., Hussein, MM & Game, SE Algenextrakte verbessern die antioxidative Abwehrfähigkeit und die Salztoleranz von Weizenpflanzen, die mit Meerwasser bewässert werden. Afr. J. Biochem. Res. 2, 151–164. https://doi.org/10.5897/AJBR.9000014 (2008).

Artikel Google Scholar

Hussein, MH, Eltanahy, E., Al Bakry, AF, Elsafty, N. & Elshamy, MM Algenextrakte als potenzielles Biostimulans für das Pflanzenwachstum und Linderung von Salzstress bei Vigna sinensis und Zea mays. J. Appl. Phykol. 33, 1273–1291 (2021).

Artikel CAS Google Scholar

Gupta, KJ, Stoimenova, M. & Kaiser, WM In höheren Pflanzen reduzieren nur Wurzelmitochondrien, nicht aber Blattmitochondrien Nitrit in vitro und in situ zu NO. J. Exp. Bot. 56, 2601–2609 (2005).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Zeng, L. et al. Bewertung der Salztoleranz bei Reisgenotypen anhand physiologischer Merkmale. Euphytica 129, 281–292 (2003).

Artikel CAS Google Scholar

Lehener, A. et al. Veränderungen der löslichen Kohlenhydrate, der Lipidperoxidation und der Aktivitäten antioxidativer Enzyme im Embryo während der Alterung von Weizenkörnern. J. Cereal Sci. 47, 555–565 (2008).

Artikel Google Scholar

Liu, H., Xin, Z. & VZ,. Veränderungen in der Aktivität antioxidativer Enzyme in Blättern von resistentem und anfälligem Weizen, der mit Rhizoctonia Cerealis beimpft wurde. Landwirtschaft. Wissenschaft. China 10(13), 526–533 (2011).

Artikel CAS Google Scholar

Maadanea, AB et al. Antioxidative Aktivität einiger marokkanischer Meeresmikroalgen: Pufa-Profile, Carotinoide und Phenolgehalt. J. Biotechnologie. 215, 13–19 (2015).

Artikel Google Scholar

Kasim, WA, Hamada, EAM, El-Din, NGS & Eskander, SB Einfluss von Algenextrakten auf das Wachstum, einige Stoffwechselaktivitäten und den Ertrag von Weizen, der unter Trockenstress angebaut wird. Int. J. Agron. Landwirtschaft. Res. 7(2), 173–189 (2015).

Google Scholar

Salma, L. et al. Blattanwendung von Ulva rigida-Wasserextrakten Verbessert die Salztoleranz bei Weizen (Triticum durum L.). Agronomie 11, 265 (2021).

Artikel Google Scholar

Alscher, RG, Erturk, N. & Heath, LS Rolle von Superoxiddismutasen (SODs) bei der Kontrolle von oxidativem Stress in Pflanzen. J. Exp. Bot. 53, 1331–1341. https://doi.org/10.1093/jexbot/53.372.1331 (2002).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Hemida, AK, Refaat, MA & Wael, MI Verbessern Sie die Salzstresstoleranz in Weizenpflanzen (Triticum aestivum L.) durch exogenes β-Carotin oder Algenextrakt. Int. J. Biomed. Wissenschaft. Bioinform. 2, 26–32. https://doi.org/10.1186/s40529-022-00352-x (2015).

Artikel CAS Google Scholar

Asada, K. Ascorbatperoxidase – ein wasserstoffabfangendes Enzym in Pflanzen. Physiol. Anlage. 85, 235–241. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1992.tb04728.x (1992).

Artikel CAS Google Scholar

Noctor, G. & Foyer, CH Ascorbat und Glutathion: Aktiven Sauerstoff unter Kontrolle halten. Annu. Rev. Plant Physiol. Pflanzenmol. Biol. 49, 249–279 (1998).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Masondo, NA, Kulkarni, MG, Finnie, JF & Van Staden, J. Einfluss der Biostimulanzien-Samenvorbereitung auf die Keimung und das Keimlingswachstum von Ceratotheca triloba bei niedrigen Temperaturen, niedrigem osmotischem Potenzial und Salzgehaltstress. Ökotoxikol. Umgebung. Sicher. 147, 43–48. https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2017.08.017 (2018).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Yusuf, R., Kristiansen, P. & Warwick, N. Mögliche Wirkung von Pflanzenwachstumsregulatoren in zwei Algenprodukten. Acta Hortic. 958, 133–138. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2012.958.15 (2012).

Artikel Google Scholar

Hamouda, MM, Saad-Allah, KM & Gad, D. Potenzial von Algenextrakt für Wachstum, physiologische, zytologische und biochemische Parameter von Weizensämlingen (Triticum aestivum L.). J. Bodenwissenschaft. Pflanzennähr. 22, 1818–1831. https://doi.org/10.1007/s42729-022-00774-3 (2022).

Artikel CAS Google Scholar

Sivasankari, S., Venkatesalu, V., Anantharaj, M. & Chandrasekaran, M. Wirkung von Algenextrakten auf das Wachstum und die biochemischen Bestandteile von Vigna sinensis. Bioresour. Technol. 97(14), 1745–1751. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2005.06.016 (2006).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Chernane, H., Latique, S., Mansori, M. & El Kaoua, M. Salzstresstoleranz und antioxidative Mechanismen in Weizenpflanzen (Triticum durum L.) durch Anwendung von Algenextrakten. J. Agrar. Tierarzt. Wissenschaft. 8, 36–44 (2015).

Google Scholar

Di Stasio, E. et al. Algenextrakte auf der Basis von Ascophyllum nodosum wirken als Wachstumsverstärker, Fruchtqualität und Stressanpassung in versalzenen Tomatenpflanzen. J. Appl. Phykol. 30, 2675–2686. https://doi.org/10.1007/s10811-018-1439-9 (2018).

Artikel CAS Google Scholar

Acosta, MJR et al. Auf dem Weg zu einer nachhaltigen Landwirtschaft: Strategien mit Phytoschutzmitteln gegen Salzstress. Agronomy 10, 194. https://doi.org/10.3390/agronomy10020194 (2020).

Artikel CAS Google Scholar

Referenzen herunterladen

Die Autoren danken dem Labor für Wasser- und Bodenanalyse am Desert Research Center in Kairo, Ägypten.

Open-Access-Finanzierung durch die Science, Technology & Innovation Funding Authority (STDF) in Zusammenarbeit mit der Egyptian Knowledge Bank (EKB).

Abteilung für Botanik und Mikrobiologie, Fakultät für Naturwissenschaften, Mädchenabteilung, Al-Azhar-Universität, Kairo, Ägypten

Asmaa M. Radwan, Entesar A. Ahmed und Abeer E. Mustafa

Abteilung für Heil- und Aromapflanzen, Desert Research Center, Kairo, Ägypten

Abdelraheim M. Donia

Pflanzenschutzabteilung, Wüstenforschungszentrum, Kairo, Ägypten

Mohamed A. Balah

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Untersuchung und Ressourcen; AMR, EAA, AEM Phytochemische Analyse und Schreiben – Originalentwurf; AERD, Datenanalyse und Überprüfung des Manuskripts; MAB

Korrespondenz mit Mohamed A. Balah.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Springer Nature bleibt neutral hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten.

Open Access Dieser Artikel ist unter einer Creative Commons Attribution 4.0 International License lizenziert, die die Nutzung, Weitergabe, Anpassung, Verbreitung und Reproduktion in jedem Medium oder Format erlaubt, sofern Sie den/die Originalautor(en) und die Quelle angemessen angeben. Geben Sie einen Link zur Creative Commons-Lizenz an und geben Sie an, ob Änderungen vorgenommen wurden. Die Bilder oder anderes Material Dritter in diesem Artikel sind in der Creative Commons-Lizenz des Artikels enthalten, sofern in der Quellenangabe für das Material nichts anderes angegeben ist. Wenn Material nicht in der Creative-Commons-Lizenz des Artikels enthalten ist und Ihre beabsichtigte Nutzung nicht gesetzlich zulässig ist oder über die zulässige Nutzung hinausgeht, müssen Sie die Genehmigung direkt vom Urheberrechtsinhaber einholen. Um eine Kopie dieser Lizenz anzuzeigen, besuchen Sie http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Nachdrucke und Genehmigungen

Radwan, AM, Ahmed, EA, Donia, AM et al. Grundierung von Citrullus lanatus var. Colocynthoides-Samen in Algenextrakt verbesserten die Samenkeimung, das Pflanzenwachstum und die Leistung unter Salzbedingungen. Sci Rep 13, 11884 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-38711-8

Zitat herunterladen

Eingegangen: 24. März 2023

Angenommen: 13. Juli 2023

Veröffentlicht: 23. Juli 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-38711-8

Jeder, mit dem Sie den folgenden Link teilen, kann diesen Inhalt lesen:

Leider ist für diesen Artikel derzeit kein Link zum Teilen verfügbar.

Bereitgestellt von der Content-Sharing-Initiative Springer Nature SharedIt

Durch das Absenden eines Kommentars erklären Sie sich damit einverstanden, unsere Nutzungsbedingungen und Community-Richtlinien einzuhalten. Wenn Sie etwas als missbräuchlich empfinden oder etwas nicht unseren Bedingungen oder Richtlinien entspricht, kennzeichnen Sie es bitte als unangemessen.